摘要 | 第4-6页 |
Abstract | 第6-8页 |
中英文缩略词表 | 第9-11页 |
目录 | 第11-14页 |
绪论 | 第14-19页 |
第一部分:人外周血内皮祖细胞分离与鉴定 | 第19-30页 |
1.1 引言 | 第19页 |
1.2 材料和方法 | 第19-24页 |
1.2.1 样本 | 第19-20页 |
1.2.2 主要实验试剂 | 第20-21页 |
1.2.3 试剂配制 | 第21页 |
1.2.4 主要仪器设备 | 第21-22页 |
1.2.5 EPC 的分离和培养 | 第22-23页 |
1.2.6 EPC 的扩增和传代 | 第23页 |
1.2.7 EPC 的免疫组化鉴定 | 第23-24页 |
1.2.8 EPC 的流式细胞鉴定 | 第24页 |
1.3 结果 | 第24-26页 |
1.3.1 EPC 体外培养情况 | 第24-25页 |
1.3.2 EPC 免疫组化染色结果 | 第25页 |
1.3.4 EPC 流式分析结果 | 第25-26页 |
1.4 讨论 | 第26-30页 |
第二部分:小胶质细胞 HMGB1对 EPC 功能影响体外研究 | 第30-50页 |
2.1 引言 | 第30-31页 |
2.2 材料与方法 | 第31-41页 |
2.2.1 细胞来源 | 第31页 |
2.2.2 主要实验试剂 | 第31-33页 |
2.2.3 主要实验仪器 | 第33页 |
2.2.4 HUVEC 细胞分离培养 | 第33-34页 |
2.2.5 HMGB1 刺激 EPC | 第34页 |
2.2.6 LPS 刺激 BV2 细胞 | 第34页 |
2.2.7 EPC 和 BV2 细胞的体外共培养 | 第34-35页 |
2.2.8 实时荧光定量 PCR | 第35-37页 |
2.2.9 细胞免疫荧光 | 第37-38页 |
2.2.10 Western blot | 第38-39页 |
2.2.11 RNA 干扰实验 | 第39-40页 |
2.2.12 细胞缺氧缺糖实验 | 第40页 |
2.2.13 细胞活力检测 | 第40页 |
2.2.14 HUVEC 体外成管实验 | 第40-41页 |
2.2.15 统计学方法 | 第41页 |
2.3 实验结果 | 第41-47页 |
2.3.1 HMGB1 刺激上调 EPC 细胞因子表达 | 第41-42页 |
2.3.2 LPS 刺激 BV2 细胞释放 HMGB1 | 第42-44页 |
2.3.3 BV2 细胞通过 HMGB1 刺激 EPC 表达 IL-8 上调 | 第44-45页 |
2.3.5 EPC 分泌细胞因子影响 HUVEC 的活力和成管功能 | 第45-47页 |
2.4 讨论 | 第47-50页 |
第三部分:胶质细胞 HMGB1 对外源性 EPC 治疗缺血性卒中模型作用的影响 | 第50-69页 |
3.1 引言 | 第50-52页 |
3.2 材料和方法 | 第52-57页 |
3.2.1 主要实验试剂 | 第52页 |
3.2.2 试剂配制 | 第52-53页 |
3.2.3 主要实验仪器 | 第53页 |
3.2.4 实验方法 | 第53-54页 |
3.2.5 行为学功能评估 | 第54-55页 |
3.2.6 取脑及冰冻切片 | 第55页 |
3.2.7 梗死体积和脑萎缩体积计算 | 第55-56页 |
3.2.8 免疫组化染色 | 第56页 |
3.2.9 脑组织蛋白提取和 Western blot 检测 | 第56页 |
3.2.10 同步辐射血管成像 | 第56页 |
3.2.11 统计分析 | 第56-57页 |
3.3. 结果 | 第57-66页 |
3.3.1 脑缺血上调小胶质细胞 HMGB1 | 第57-59页 |
3.3.2 glycyrrhizin 阻断脑缺血后 HMGB1 上调 | 第59页 |
3.3.3 EPC 移植促进神经行为学功能改善 | 第59-60页 |
3.3.4 脑梗死体积 | 第60-61页 |
3.3.5 HMGB1 介导 EPC 移植促进卒中后血管新生 | 第61-62页 |
3.3.6 EPC 向缺血周围区迁移 | 第62-63页 |
3.3.7 同步辐射血管成像 | 第63-65页 |
3.3.8 脑萎缩体积 | 第65-66页 |
3.4 讨论 | 第66-69页 |
总结和展望 | 第69-70页 |
4.1 结论 | 第69页 |
4.2 研究的意义 | 第69页 |
4.3 不足及今后研究方向 | 第69-70页 |
参考文献 | 第70-86页 |
附录 综述 | 第86-117页 |
References | 第109-117页 |
致谢 | 第117-118页 |
攻读博士学位期间发表的学术论文 | 第118页 |