| 摘要 | 第6-9页 |
| Abstract | 第9-12页 |
| 主要英文缩写表 | 第13-19页 |
| 第一章 绪论 | 第19-35页 |
| 1.1 高原肺水肿(HAPE) | 第19-24页 |
| 1.1.1 肺动脉高压 | 第20-22页 |
| 1.1.1.1 交感神经过度活化 | 第20-21页 |
| 1.1.1.2 一氧化氮(NO)合成不足 | 第21-22页 |
| 1.1.1.3 内皮素-1(ET-1)过度合成 | 第22页 |
| 1.1.2 肺气血屏障通透性增加 | 第22-23页 |
| 1.1.3 肺泡清除液体的功能障碍 | 第23-24页 |
| 1.2 急性高原反应(AMS)与高原脑水肿(HACE) | 第24-28页 |
| 1.2.1 缺氧条件下脑血流动力学和流变学的变化 | 第25-26页 |
| 1.2.2 缺氧条件下细胞因子和炎症因子的变化 | 第26-28页 |
| 1.3 急性高原病(AHAI)的预防措施 | 第28-32页 |
| 1.3.1 碳酸酐酶抑制剂(如乙酰唑胺) | 第28页 |
| 1.3.2 糖皮质激素(如地塞米松和布地奈德) | 第28-29页 |
| 1.3.3 β_2肾上腺素能受体激动剂(如硝苯地平和沙美特罗) | 第29-30页 |
| 1.3.4 磷酸二酯酶抑制剂(如西地那非和他达拉非) | 第30页 |
| 1.3.5 镇痛剂(如布洛芬) | 第30-31页 |
| 1.3.6 抗氧化剂(如银杏叶和马齿苋等植物提取物) | 第31-32页 |
| 1.4 本课题目的意义及主要研究内容 | 第32-35页 |
| 第二章 西藏芜菁有效部位和活性成分预防缺氧性肺水肿的动物试验研究 | 第35-55页 |
| 2.1 引言 | 第35页 |
| 2.2、材料、试剂与设备 | 第35-37页 |
| 2.2.1 试验材料与实验动物 | 第35-36页 |
| 2.2.2 试剂与耗材 | 第36页 |
| 2.2.3 主要仪器与设备 | 第36-37页 |
| 2.3 试验方法 | 第37-42页 |
| 2.3.1 n-bu-TT中对香豆酸(CA)及其葡萄糖苷(CAG)的含量测定 | 第37页 |
| 2.3.2 动物试验设计 | 第37-41页 |
| 2.3.3 其他相关生化指标的分析测试 | 第41页 |
| 2.3.4 肺组织学观察及超微结构分析 | 第41页 |
| 2.3.5 肺组织紧密结合蛋白(Occludin)检测 | 第41-42页 |
| 2.3.6 数据处理与统计分析 | 第42页 |
| 2.4 结果与讨论 | 第42-54页 |
| 2.4.1 n-bu-TT和CA对缺氧性肺水肿的预防作用 | 第42-46页 |
| 2.4.2 n-bu-TT和CA对血浆NO和ET-1水平的影响 | 第46-47页 |
| 2.4.3 n-bu-TT和CA对炎症因子的影响 | 第47-48页 |
| 2.4.4 n-bu-TT和CA对谷胱甘肽抗氧化系统的影响 | 第48-50页 |
| 2.4.5 实验小鼠肺组织的苏木精-伊红染色观察结果 | 第50-51页 |
| 2.4.6 实验小鼠肺组织的电镜观察结果 | 第51-52页 |
| 2.4.7 n-bu-TT和CA对肺组织Occludin蛋白表达水平的影响 | 第52-54页 |
| 2.5 本章小结 | 第54-55页 |
| 第三章 西藏芜菁有效部位和活性成分预防缺氧性脑水肿的动物试验研究 | 第55-73页 |
| 3.1 引言 | 第55页 |
| 3.2、材料、试剂与设备 | 第55-56页 |
| 3.2.1 试验材料与实验动物 | 第55-56页 |
| 3.2.2 试验试剂与耗材 | 第56页 |
| 3.2.3 主要仪器与设备 | 第56页 |
| 3.3 试验方法 | 第56-61页 |
| 3.3.1 动物试验设计 | 第56-60页 |
| 3.3.2 其他相关生化指标的分析测试 | 第60页 |
| 3.3.3 大脑皮层组织学观察及超微结构分析 | 第60页 |
| 3.3.4 大脑皮层中Occludin蛋白水平检测 | 第60页 |
| 3.3.5 数据处理与统计分析 | 第60-61页 |
| 3.4 结果与讨论 | 第61-72页 |
| 3.4.1 n-bu-TT和CA对缺氧性脑水肿的预防作用 | 第61-63页 |
| 3.4.2 n-bu-TT和CA对脑组织Na~+-K~+-ATPase和线粒体膜电位的影响 | 第63-65页 |
| 3.4.3 n-bu-TT和CA对脑组织炎症因子的影响 | 第65-66页 |
| 3.4.4 n-bu-TT和CA对抗氧化酶活性的作用 | 第66-67页 |
| 3.4.5 实验小鼠大脑皮层的苏木精-伊红染色观察结果 | 第67-68页 |
| 3.4.6 实验小鼠大脑皮层的电镜观察结果 | 第68-70页 |
| 3.4.7 n-bu-TT和CA对大脑皮层Occludin蛋白表达水平的影响 | 第70-72页 |
| 3.5、本章小结 | 第72-73页 |
| 第四章 对香豆酸预防缺氧性肺水肿的分子机制研究 | 第73-94页 |
| 4.1 引言 | 第73页 |
| 4.2、材料、试剂与设备 | 第73-75页 |
| 4.2.1 试验材料 | 第73页 |
| 4.2.2 试验试剂与耗材 | 第73-74页 |
| 4.2.3 主要仪器与设备 | 第74-75页 |
| 4.3 试验方法 | 第75-83页 |
| 4.3.1 肺微血管内皮细胞的培养 | 第75-76页 |
| 4.3.2 MTT法测定细胞活力 | 第76-77页 |
| 4.3.3 透射电镜观察细胞超微结构的变化 | 第77-78页 |
| 4.3.4 细胞培养上清液中NO和ET-1的释放 | 第78页 |
| 4.3.5 qRT-PCR法检测细胞中相关基因的表达水平 | 第78-81页 |
| 4.3.6 qRT-PCR法检测肺组织中相关基因的表达水平 | 第81页 |
| 4.3.7 Western blot法检测肺组织中相关蛋白的表达水平 | 第81-83页 |
| 4.3.8 数据处理与统计分析 | 第83页 |
| 4.4 结果与讨论 | 第83-93页 |
| 4.4.1 n-bu-TT和CA对缺氧条件下肺微血管内皮细胞活力的影响 | 第83-84页 |
| 4.4.2 内皮细胞的电镜观察结果 | 第84-85页 |
| 4.4.3 CA对内皮细胞培养上清液中NO和ET-1水平的影响 | 第85-87页 |
| 4.4.4 CA对内皮细胞中HIF-1α、VEGF、iNOS、eNOS和ET-1基因表达的影响 | 第87-89页 |
| 4.4.5 CA对肺组织中HIF-1α、VEGF、iNOS、eNOS和ET-1基因表达的影响 | 第89-90页 |
| 4.4.6 CA对肺组织中HIF-1α、VEGF、iNOS、eNOS、ET-1蛋白表达的影响 | 第90-93页 |
| 4.5 本章小结 | 第93-94页 |
| 第五章 对香豆酸预防缺氧性脑水肿的分子机制研究 | 第94-108页 |
| 5.1 引言 | 第94页 |
| 5.2、材料、试剂与设备 | 第94-95页 |
| 5.2.1 试验材料 | 第94页 |
| 5.2.2 试验试剂与耗材 | 第94-95页 |
| 5.2.3 主要仪器与设备 | 第95页 |
| 5.3 试验方法 | 第95-99页 |
| 5.3.1 脑星形胶质细胞培养 | 第95页 |
| 5.3.2 MTT法测定细胞活力 | 第95-96页 |
| 5.3.3 透射电镜观察细胞超微结构的变化 | 第96-97页 |
| 5.3.4 qRT-PCR法检测细胞中相关基因的表达水平 | 第97-98页 |
| 5.3.5 qRT-PCR法检测大脑皮层中相关基因的表达水平 | 第98页 |
| 5.3.6 Western blot法检测大脑皮层中相关蛋白的表达水平 | 第98-99页 |
| 5.3.7 数据处理与统计分析 | 第99页 |
| 5.4 结果与讨论 | 第99-107页 |
| 5.4.1 n-bu-TT和CA对缺氧条件下脑星形胶质细胞活力的影响 | 第99-100页 |
| 5.4.2 星形胶质细胞的电镜观察结果 | 第100-101页 |
| 5.4.3 CA对星形胶质细胞中HIF-1α、VEGF、ET-1和AQP4基因表达的影响 | 第101-103页 |
| 5.4.4 CA对大脑皮层中HIF-1α、VEGF、ET-1和AQP4基因表达的影响 | 第103-105页 |
| 5.4.5 CA对大脑皮层中HIF-1α、VEGF、ET-1和AQP4蛋白表达的影响 | 第105-107页 |
| 5.5 本章小结 | 第107-108页 |
| 第六章 结论与展望 | 第108-110页 |
| 6.1 主要结论 | 第108页 |
| 6.2 创新点 | 第108-109页 |
| 6.3 展望 | 第109-110页 |
| 参考文献 | 第110-125页 |
| 致谢 | 第125-126页 |
| 作者简历 | 第126页 |
| 读博期间参与的科研项目 | 第126-127页 |
| 读博期间相关成果 | 第127页 |
