| 中文摘要 | 第9-12页 |
| Abstract | 第12-15页 |
| 前言 | 第16-18页 |
| 第一章 肿瘤恶性进展中的关键调控分子及其治疗学意义 | 第18-44页 |
| 第一节 肿瘤恶性进展的研究现状 | 第18-25页 |
| 1.1 肿瘤恶性进展的定义及常用研究方法 | 第18-20页 |
| 1.2 肿瘤恶性进展标志物的发现 | 第20-21页 |
| 1.3 黑色素瘤、乳腺癌和脂肪肉瘤的恶性进展的研究现状 | 第21-25页 |
| 第二节 肿瘤恶性进展中的共性事件 | 第25-33页 |
| 2.1 PRL-3与肿瘤恶性进展的关系 | 第27-30页 |
| 2.2 NHERF1与肿瘤恶性进展的关系 | 第30-31页 |
| 2.3 OSBP在肿瘤研究中的进展 | 第31-33页 |
| 第三节 抗肿瘤恶性进展药物现状 | 第33-35页 |
| 3.1 抗转移药物现状 | 第33-34页 |
| 3.2 抗肿瘤化合物的研究展望 | 第34-35页 |
| 参考文献 | 第35-44页 |
| 第二章 PRL-3通过对NHERF1的调控促进黑色素瘤的恶性进展 | 第44-84页 |
| 绪言 | 第44-46页 |
| 第一节 PRL-3正调控黑色素瘤的恶性进展 | 第46-56页 |
| 1.1 实验材料 | 第46-47页 |
| 1.1.1 试剂 | 第46页 |
| 1.1.2 仪器 | 第46页 |
| 1.1.3 细胞 | 第46-47页 |
| 1.2 实验方法 | 第47-49页 |
| 1.2.1 B16系列黑色素瘤细胞株的构建 | 第47页 |
| 1.2.2 二维电泳及质谱分析 | 第47页 |
| 1.2.3 免疫印迹分析(Western blotting) | 第47-48页 |
| 1.2.4 质粒提取 | 第48页 |
| 1.2.5 质粒转染 | 第48-49页 |
| 1.2.6 体内肿瘤主动转移实验 | 第49页 |
| 1.3 实验结果 | 第49-55页 |
| 1.3.1 系列小鼠恶性黑色素瘤细胞株的建立 | 第49-50页 |
| 1.3.2 B16F1和B16BL6细胞内表达水平差异蛋白的筛选 | 第50-52页 |
| 1.3.3 PRL-3的表达量随着肿瘤恶性程度的增高而增加 | 第52页 |
| 1.3.4 PRL-3促进黑色素瘤的转移 | 第52-55页 |
| 1.4 讨论 | 第55页 |
| 1.5 小结 | 第55-56页 |
| 第二节 黑色素瘤恶性进展中NHERF1的定位及其调控AKT信号通路的机理 | 第56-69页 |
| 2.1 实验材料 | 第56-57页 |
| 2.1.1 试剂 | 第56-57页 |
| 2.1.2 仪器 | 第57页 |
| 2.1.3 细胞 | 第57页 |
| 2.2 实验方法 | 第57-59页 |
| 2.2.1 免疫组化(IHC) | 第57-58页 |
| 2.2.2 细胞核与细胞浆蛋白提取 | 第58页 |
| 2.2.3 细胞免疫荧光染色(IF) | 第58页 |
| 2.2.4 组织免疫荧光 | 第58-59页 |
| 2.2.5 免疫印迹分析(Western blotting) | 第59页 |
| 2.2.6 siRNA的转染 | 第59页 |
| 2.3 实验结果 | 第59-66页 |
| 2.3.1 随着黑色素瘤的恶性进展NHERF1的定位趋向于从细胞核到细胞浆 | 第59-61页 |
| 2.3.2 在黑色素瘤恶性进展过程中NHERF1与PTEN的定位同时趋向于从细胞核到细胞浆 | 第61-64页 |
| 2.3.3 PTEN在细胞核中发挥对AKT磷酸化的抑制作用 | 第64-66页 |
| 2.4 讨论 | 第66-68页 |
| 2.5 小结 | 第68-69页 |
| 第三节 PRL-3通过调控NHERF1的磷酸化而影响其胞内定位 | 第69-81页 |
| 3.1 实验材料 | 第69页 |
| 3.1.1 试剂 | 第69页 |
| 3.1.2 仪器 | 第69页 |
| 3.1.3 细胞 | 第69页 |
| 3.2 实验方法 | 第69-71页 |
| 3.2.1 质粒提取与转染 | 第69页 |
| 3.2.2 免疫印迹分析(Western blotting) | 第69-70页 |
| 3.2.3 细胞免疫荧光 | 第70页 |
| 3.2.4 细胞核与细胞浆蛋白提取 | 第70页 |
| 3.2.5 免疫共沉淀(IP) | 第70页 |
| 3.2.6 RNA提取 | 第70页 |
| 3.2.7 RNA反转 | 第70-71页 |
| 3.2.8 聚合酶链式反应(PCR) | 第71页 |
| 3.3 实验结果 | 第71-79页 |
| 3.3.1 PRL-3的表达水平影响NHERF1的定位 | 第71-75页 |
| 3.3.2 PRL-3在细胞核中与NHERF1存在相互作用 | 第75-76页 |
| 3.3.3 B16F1和B16BL6细胞中NHERF1的磷酸化水平不同 | 第76-77页 |
| 3.3.4 NHERF1在细胞核中以磷酸化形式而在胞浆中则以去磷酸化形式存在 | 第77-78页 |
| 3.3.5 NHERF1的去磷酸化与PRL-3的磷酸酶活性有关 | 第78-79页 |
| 3.4 讨论 | 第79-81页 |
| 3.5 小结 | 第81页 |
| 参考文献 | 第81-84页 |
| 第三章 植物环肽RA-V杀伤PRL-3高表达的肿瘤细胞、阻止其恶性进展的作用机制 | 第84-114页 |
| 绪言 | 第84-86页 |
| 第一节 RA-V对乳腺癌细胞增殖、粘附、迁移和侵袭能力的影响 | 第86-102页 |
| 1.1 实验材料 | 第86页 |
| 1.1.1 试剂 | 第86页 |
| 1.1.2 仪器 | 第86页 |
| 1.1.3 细胞 | 第86页 |
| 1.1.4 动物 | 第86页 |
| 1.2 实验方法 | 第86-89页 |
| 1.2.1 细胞培养 | 第86-87页 |
| 1.2.2 MTT法检测细胞增殖 | 第87页 |
| 1.2.3 免疫印迹分析 | 第87页 |
| 1.2.4 细胞粘附实验 | 第87页 |
| 1.2.5 细胞迁移实验 | 第87-88页 |
| 1.2.6 细胞侵袭实验 | 第88页 |
| 1.2.7 酶活检测 | 第88页 |
| 1.2.8 凋亡检测 | 第88-89页 |
| 1.2.9 JC-1检测 | 第89页 |
| 1.2.10 线粒体蛋白提取 | 第89页 |
| 1.3 实验结果 | 第89-100页 |
| 1.3.1 RA-V显著抑制多种肿瘤细胞的增殖而对正常细胞的影响较小 | 第89-92页 |
| 1.3.2 PRL-3在乳腺癌细胞中的表达水平高于正常乳腺上皮细胞 | 第92页 |
| 1.3.3 RA-V时间和剂量依赖性地抑制乳腺癌细胞的增殖并抑制PRL-3的水平 | 第92-93页 |
| 1.3.4 RA-V抑制MCF-7细胞的粘附能力 | 第93-94页 |
| 1.3.5 RA-V抑制MCF-7细胞的迁移和侵袭能力 | 第94-95页 |
| 1.3.6 RA-V通过Caspase 9/3通路诱导乳腺癌细胞凋亡 | 第95-99页 |
| 1.3.7 RA-V导致MCF-7细胞发生线粒体膜电位倒塌 | 第99-100页 |
| 1.4 讨论 | 第100-101页 |
| 1.5 小结 | 第101-102页 |
| 第二节 RA-V促进乳腺癌细胞凋亡的分子机制 | 第102-111页 |
| 2.1 实验材料 | 第102页 |
| 2.1.1 试剂 | 第102页 |
| 2.1.2 仪器 | 第102页 |
| 2.1.3 细胞 | 第102页 |
| 2.2 实验方法 | 第102页 |
| 2.2.1 免疫印迹分析 | 第102页 |
| 2.2.2 免疫共沉淀 | 第102页 |
| 2.2.3 细胞免疫荧光 | 第102页 |
| 2.2.4 质粒提取与转染 | 第102页 |
| 2.3 实验结果 | 第102-110页 |
| 2.3.1 RA-V抑制AKT的磷酸化 | 第102-104页 |
| 2.3.2 RA-V阻断PDK1和AKT的相互作用 | 第104-105页 |
| 2.3.3 RA-V能加剧PI3K抑制剂对磷酸化AKT的下调作用 | 第105-106页 |
| 2.3.4 PI3K抑制剂能够加剧RA-V诱导的凋亡 | 第106-107页 |
| 2.3.5 过表达AKT能够逆转RA-V对磷酸化AKT的下调作用 | 第107-108页 |
| 2.3.6 过表达AKT能够阻碍RA-V诱导的凋亡 | 第108-110页 |
| 2.4 讨论 | 第110-111页 |
| 2.5 小结 | 第111页 |
| 参考文献 | 第111-114页 |
| 第四章 PRL-3下游分子PTEN缺失的肿瘤恶性进展过程中OSBP的功能及小分子化合物SBF-1对其的调控作用 | 第114-142页 |
| 绪言 | 第114-115页 |
| 第一节 SBF-1选择性杀伤高恶性程度的肿瘤细胞 | 第115-127页 |
| 1.1 实验材料 | 第115页 |
| 1.1.1 试剂 | 第115页 |
| 1.1.2 仪器 | 第115页 |
| 1.1.3 细胞 | 第115页 |
| 1.1.4 动物 | 第115页 |
| 1.2 实验方法 | 第115-116页 |
| 1.2.1 MTT法检测细胞增殖 | 第115页 |
| 1.2.2 体内肿瘤抑制模型 | 第115-116页 |
| 1.2.3 免疫印迹分析 | 第116页 |
| 1.2.4 细胞表面分子染色流式分析 | 第116页 |
| 1.3 实验结果 | 第116-124页 |
| 1.3.1 SBF-1对恶性程度高的SW872-S细胞具有更强的杀伤力 | 第116-119页 |
| 1.3.2 若干抗肿瘤药物对恶性程度高的SW872-S细胞杀伤作用有所降低 | 第119-120页 |
| 1.3.3 SW872和SW872-S细胞中PTEN缺失,PRL-3的表达不受SBF-1调控 | 第120-121页 |
| 1.3.4 SBF-1不抑制PRL-3的表达但可以诱导SW872-S细胞的凋亡 | 第121-123页 |
| 1.3.5 SBF-1对SW872和SW872-S细胞抑制作用的差异 | 第123-124页 |
| 1.4 讨论 | 第124-126页 |
| 1.5 小结 | 第126-127页 |
| 第二节 SBF-1在SW872-S细胞内的结合蛋白OSBP | 第127-134页 |
| 2.1 实验材料 | 第127页 |
| 2.1.1 试剂 | 第127页 |
| 2.1.2 仪器 | 第127页 |
| 2.1.3 细胞 | 第127页 |
| 2.2 实验方法 | 第127-128页 |
| 2.2.1 偶联SBF-1的Sepharose 6B磁珠的制备 | 第127-128页 |
| 2.2.2 偶联SBF-1的亲和素层析磁珠的制备 | 第128页 |
| 2.2.3 SBF-1结合蛋白的分离 | 第128页 |
| 2.2.4 银染 | 第128页 |
| 2.2.5 MTT法检测细胞增殖 | 第128页 |
| 2.2.6 免疫印迹分析 | 第128页 |
| 2.2.7 细胞免疫荧光实验 | 第128页 |
| 2.3 实验结果 | 第128-132页 |
| 2.3.1 OSBP可以与偶联到Sepharose 6B的SBF-1结合 | 第128-130页 |
| 2.3.2 OSBP可以与Biotin标记的SBF-1结合 | 第130-131页 |
| 2.3.3 丹磺酰氯标记的SBF-1与OSBP在SW872-S细胞中存在共定位 | 第131-132页 |
| 2.4 讨论 | 第132-133页 |
| 2.5 小结 | 第133-134页 |
| 第三节 OSBP对肿瘤生长的影响及其调控 | 第134-140页 |
| 3.1 实验材料 | 第134页 |
| 3.1.1 试剂 | 第134页 |
| 3.1.2 仪器 | 第134页 |
| 3.1.3 细胞 | 第134页 |
| 3.1.4 动物 | 第134页 |
| 3.2 实验方法 | 第134-135页 |
| 3.2.1 免疫印迹分析 | 第134页 |
| 3.2.2 质粒提取与转染 | 第134-135页 |
| 3.2.3 病毒感染 | 第135页 |
| 3.2.4 MTT法检测细胞增殖 | 第135页 |
| 3.2.5 体内肿瘤抑制模型 | 第135页 |
| 3.3 实验结果 | 第135-139页 |
| 3.3.1 OSBP在在恶性进展的肿瘤中呈现高表达 | 第135-136页 |
| 3.3.2 SBF-1能够降低细胞内OSBP的蛋白量 | 第136-137页 |
| 3.3.3 OSBP能够促进肿瘤细胞增殖 | 第137页 |
| 3.3.4 OSBP的表达水平影响SBF-1对脂肪肉瘤细胞的抑制作用 | 第137-138页 |
| 3.3.5 SBF-1与OSBP的干扰均能抑制小鼠皮下接种SW872-S细胞的体内生长 | 第138-139页 |
| 3.4 讨论 | 第139-140页 |
| 3.5 小结 | 第140页 |
| 参考文献 | 第140-142页 |
| 结语 | 第142-144页 |
| 附录一 缩略语表 | 第144-146页 |
| 附录二 博士期间发表论文 | 第146-148页 |
| 致谢 | 第148-149页 |
