| 摘要 | 第2-5页 |
| Abstract | 第5-7页 |
| 1 引言 | 第16-31页 |
| 1.1 非酒精性脂肪肝病的研究进展 | 第16-22页 |
| 1.1.1 非酒精性脂肪肝病的发病机理研究 | 第16-19页 |
| 1.1.2 炎症与非酒精性脂肪肝病 | 第19-21页 |
| 1.1.3 非酒精性脂肪肝病治疗的进展研究 | 第21-22页 |
| 1.2 肝移植的研究进展 | 第22-26页 |
| 1.2.1 肝移植的研究进展及相关损伤的基础研究 | 第22-23页 |
| 1.2.2 缺血再灌注损伤的研究进展 | 第23-24页 |
| 1.2.3 非酒精性脂肪肝做为供体肝移植的研究进展 | 第24-26页 |
| 1.3 5-氨基乙酰丙酸（ALA）的应用研究现状 | 第26-31页 |
| 1.3.1 ALA在农业生产中的应用 | 第26页 |
| 1.3.2 ALA在医疗领域中的应用 | 第26-28页 |
| 1.3.3 血红素的生物合成与代谢产物 | 第28-29页 |
| 1.3.4 血红素及其代谢物的生物活性 | 第29-31页 |
| 2 建立小鼠肝脏缺血再灌注损伤模型 | 第31-40页 |
| 2.1 实验材料 | 第31-32页 |
| 2.1.1 实验材料 | 第31页 |
| 2.1.2 实验试剂 | 第31页 |
| 2.1.3 实验仪器及耗材 | 第31-32页 |
| 2.2 实验方法 | 第32-34页 |
| 2.2.1 实验分组 | 第32页 |
| 2.2.2 小鼠缺血再灌注模型的建立 | 第32-33页 |
| 2.2.3 血清ALT、AST检测 | 第33页 |
| 2.2.4 HE染色 | 第33-34页 |
| 2.2.5 统计学分析 | 第34页 |
| 2.3 实验结果 | 第34-38页 |
| 2.3.1 动物模型 | 第34页 |
| 2.3.2 小鼠术后肝功能的变化 | 第34-35页 |
| 2.3.3 小鼠术后肝脏形态学变化 | 第35-36页 |
| 2.3.4 正常组小鼠肝脏不同再灌注时间点HE染色 | 第36-38页 |
| 2.4 讨论 | 第38-39页 |
| 2.4.1 动物模型的选择 | 第38页 |
| 2.4.2 小鼠造模后肝功能的变化 | 第38-39页 |
| 2.4.3 小鼠缺血再灌注损伤后肝脏组织病理变化 | 第39页 |
| 2.5 小结 | 第39-40页 |
| 3 小鼠非酒精性脂肪肝/肝纤维化模型的建立和非酒精性脂肪肝缺血再灌注模型的建立 | 第40-58页 |
| 3.1 实验材料 | 第40-42页 |
| 3.1.1 实验材料 | 第40页 |
| 3.1.2 实验试剂 | 第40-41页 |
| 3.1.3 实验仪器及耗材 | 第41-42页 |
| 3.2 实验方法 | 第42-46页 |
| 3.2.1 实验分组 | 第42页 |
| 3.2.2 HE染色 | 第42页 |
| 3.2.3 Masson染色 | 第42-43页 |
| 3.2.4 血清ALT、AST检测 | 第43页 |
| 3.2.5 分离肝脏非实质细胞 | 第43页 |
| 3.2.6 实时定量PCR(RT-PCR)检测 | 第43-46页 |
| 3.3 实验结果 | 第46-56页 |
| 3.3.1 正常组和MCDHF3周组小鼠肝脏的形态学变化 | 第46-47页 |
| 3.3.2 正常组和MCDHF3周&10周小鼠Masson染色形态学变化 | 第47-48页 |
| 3.3.3 MCDHF3周组和10周组Masson与HE染色的形态学比较 | 第48-49页 |
| 3.3.4 MCDHF3周&10周小鼠与正常小鼠血清AST、ALT对比结果 | 第49-50页 |
| 3.3.5 流式细胞仪检测非实质细胞的分布变化 | 第50-52页 |
| 3.3.6 MCDHF缺血再灌注各组小鼠肝脏的HE染色 | 第52-54页 |
| 3.3.7 MCDHF组小鼠肝脏缺血再灌注后血清学变化 | 第54-55页 |
| 3.3.8 MCDHF小鼠不同时间缺血再灌注组相关炎性因子m RNA的表达 | 第55-56页 |
| 3.4 讨论 | 第56-58页 |
| 4 5-氨基乙酰丙酸结合二价铁对小鼠非酒精性脂肪肝缺血再灌注损伤的治疗 | 第58-82页 |
| 4.1 实验材料 | 第58-59页 |
| 4.1.1 实验动物 | 第58页 |
| 4.1.2 实验试剂 | 第58-59页 |
| 4.1.3 实验仪器及耗材 | 第59页 |
| 4.2 实验方法 | 第59-64页 |
| 4.2.1 ALA/HCl & Fe~(2+)的准备 | 第59页 |
| 4.2.2 动物实验流程 | 第59-61页 |
| 4.2.3 组织免疫染色及HE染色 | 第61页 |
| 4.2.4 免疫组化实验过程 | 第61-62页 |
| 4.2.5 TUNEL染色过程 | 第62-63页 |
| 4.2.6 ALT和AST含量的测定 | 第63页 |
| 4.2.7 TBARS实验 | 第63-64页 |
| 4.2.8 RNA提取及荧光定量PCR | 第64页 |
| 4.2.9 肝脏CO浓度的测量 | 第64页 |
| 4.2.10 数据分析 | 第64页 |
| 4.3 实验结果 | 第64-76页 |
| 4.3.1 各组组织学变化 | 第64-65页 |
| 4.3.2 各组组织坏死情况 | 第65-66页 |
| 4.3.3 ALA+Fe~(2+)对小鼠ALT和AST的影响 | 第66-67页 |
| 4.3.4 各组TBARS含量 | 第67-68页 |
| 4.3.5 ALA+Fe~(2+)改善MCDHF缺血再灌注小鼠肝细胞凋亡 | 第68-69页 |
| 4.3.6 ALA+Fe~(2+)对MCDHF缺血再灌注小鼠巨噬细胞浸润的改善 | 第69页 |
| 4.3.7 ALA+Fe~(2+)减少MCDHF缺血再灌注小鼠炎性因子mRNA的表达 | 第69-73页 |
| 4.3.8 ALA+Fe~(2+)增高小鼠肝脏内源性CO浓度升高 | 第73-75页 |
| 4.3.9 ALA+Fe~(2+)提高MCDHF小鼠肝脏HO-1 的m RNA表达 | 第75-76页 |
| 4.4 讨论 | 第76-82页 |
| 4.4.1 5-ALA/Fe~(2+)改善肝细胞坏死情况 | 第76页 |
| 4.4.2 5-ALA/Fe~(2+)给药后不同组的ALT/AST的含量 | 第76-77页 |
| 4.4.3 5-ALA/Fe~(2+)降低TBARS含量。 | 第77页 |
| 4.4.4 5-ALA/Fe~(2+)改善肝细胞凋亡。 | 第77-78页 |
| 4.4.5 5-ALA/Fe~(2+)降低巨噬细胞浸润。 | 第78-79页 |
| 4.4.6 5-ALA/Fe~(2+)降低各种炎性因子m RNA的表达。 | 第79-80页 |
| 4.4.7 5-ALA/Fe~(2+)提高HO-1m RNA的表达。 | 第80-81页 |
| 4.4.8 5-ALA/Fe~(2+)提高肝脏内源性CO的浓度。 | 第81-82页 |
| 5 体外实验RAW264细胞 | 第82-88页 |
| 5.1 实验材料 | 第82页 |
| 5.1.1 实验试剂 | 第82页 |
| 5.1.2 实验仪器 | 第82页 |
| 5.2 实验方法 | 第82-83页 |
| 5.2.1 ALA和Fe~(2+)的制备 | 第82页 |
| 5.2.2 RAW 264.7 细胞培养的过程 | 第82-83页 |
| 5.3 实验结果 | 第83-85页 |
| 5.3.1 RAW264细胞的HO-1 含量的表达 | 第83页 |
| 5.3.2 RAW264细胞的炎性因子表达的变化 | 第83-85页 |
| 5.4 讨论 | 第85-88页 |
| 6 结论 | 第88-89页 |
| 7 本实验的创新点 | 第89-90页 |
| 致谢 | 第90-91页 |
| 参考文献 | 第91-102页 |
| 作者简介 | 第102页 |
