| 摘要 | 第5-7页 |
| ABSTRACT | 第7-8页 |
| 第一章 绪论 | 第13-23页 |
| 1.1 癌症治疗的简介 | 第13-14页 |
| 1.2 肿瘤微环境 | 第14页 |
| 1.3 肿瘤酸性微环境 | 第14-15页 |
| 1.4 肿瘤酸性微环境与免疫细胞之间的关系 | 第15-17页 |
| 1.4.1 肿瘤酸度微环境使T细胞失能 | 第15-16页 |
| 1.4.2 肿瘤酸度微环境增强Treg细胞募集以及活化 | 第16页 |
| 1.4.3 肿瘤酸度微环境抑制NK细胞的活性 | 第16-17页 |
| 1.5 RNA干扰技术 | 第17-19页 |
| 1.5.1 RNAi导致基因沉默的机制 | 第18页 |
| 1.5.2 三种RNAi疗法的比较 | 第18-19页 |
| 1.6 肿瘤免疫原性死亡(Immunogenic cell death,ICD) | 第19-22页 |
| 1.7 光热治疗(Photothermal therapy,PTT) | 第22-23页 |
| 第二章 纳米介导的肿瘤酸度微环境的调控逆转T细胞的失能进而增强α-PD-1的治疗效果 | 第23-63页 |
| 2.1 主要的研究内容和意义 | 第23-25页 |
| 2.2 实验材料 | 第25-29页 |
| 2.2.1 实验小鼠 | 第25页 |
| 2.2.2 实验抗体 | 第25-26页 |
| 2.2.3 实验染料以及化学试剂 | 第26-27页 |
| 2.2.4 实验耗材 | 第27-28页 |
| 2.2.5 实验仪器 | 第28-29页 |
| 2.3 实验方法 | 第29-38页 |
| 2.3.1 细胞培养 | 第29-30页 |
| 2.3.2 动物肿瘤模型构建 | 第30页 |
| 2.3.3 CD8~+T细胞分选 | 第30页 |
| 2.3.4 CD8~+T细胞增殖抑制实验 | 第30-31页 |
| 2.3.5 CD8~+T细胞凋亡的流式检测 | 第31页 |
| 2.3.6 CD8~+T细胞活化的流式检测 | 第31页 |
| 2.3.7 细胞培养上清中细胞因子的检测 | 第31页 |
| 2.3.8 SNAF4F检测肿瘤组织pH值 | 第31-32页 |
| 2.3.9 Lipo介导的siLdha在细胞层面的敲低实验 | 第32页 |
| 2.3.10 RNA的提取以及荧光实时定量PCR (QPCR) | 第32-34页 |
| 2.3.11 Western Blot检测LDHA的蛋白表达 | 第34页 |
| 2.3.12 细胞培养上清乳酸的检测 | 第34-35页 |
| 2.3.13 包载siRNA的囊泡(VNP)和胶束(MNP)纳米颗粒的制备及表征 | 第35页 |
| 2.3.14 体外纳米颗粒中siRNA的释放实验 | 第35页 |
| 2.3.15 VNP以及MNP介导的siRNA的敲低实验 | 第35-36页 |
| 2.3.16 纳米颗粒对细胞增殖影响的MTT实验 | 第36页 |
| 2.3.17 活体共聚焦检测RhoB-VNP/MNP以及Cy5-siRNA的体内药物代谢动力学 | 第36页 |
| 2.3.18 小动物成像检测VNP_(cy5-siRNA)以及MNP_(Cy5-siRNA)的肿瘤富集 | 第36页 |
| 2.3.19 肿瘤抑制实验 | 第36-37页 |
| 2.3.20 免疫组化检测LDHA表达以及免疫细胞的比例 | 第37页 |
| 2.3.21 microelectrodes检测肿瘤组织pH | 第37页 |
| 2.3.22 细胞表面分子流式检测 | 第37-38页 |
| 2.3.23 统计学分析 | 第38页 |
| 2.4 实验结果与分析 | 第38-60页 |
| 2.4.1 酸度影响CD8~+T cell细胞增殖、凋亡、活化和功能,可能与B16-F10和4T1肿瘤模型中α-PD-1治疗效果差有关 | 第38-40页 |
| 2.4.2 RNAi介导的LDHA的敲低降低了肿瘤细胞的乳酸分泌,缓解了体外培养基的酸度 | 第40-44页 |
| 2.4.3 用于体内siRNA递送的阳离子脂质辅助的囊泡及胶束纳米颗粒 | 第44-50页 |
| 2.4.4 VNP_(siLdha)治疗使B16-F10和4T1肿瘤模型的肿瘤酸性微环境正常化 | 第50-53页 |
| 2.4.5 肿瘤酸度逆转介导的生长控制涉及抗肿瘤免疫细胞数量增多和免疫抑制细胞数量减少 | 第53-57页 |
| 2.4.6 VNP_(siLdha)联合α-PD-1治疗在免疫缺陷小鼠B16-F10和4T1肿瘤模型上无肿瘤抑制效果 | 第57-60页 |
| 2.5 结论 | 第60-63页 |
| 第三章 纳米介导的二区近红外光热治疗通过免疫原性细胞死亡增强肿瘤免疫治疗 | 第63-95页 |
| 3.1 主要研究内容以及意义 | 第63-66页 |
| 3.2 实验材料 | 第66-69页 |
| 3.2.1 实验小鼠模型 | 第66页 |
| 3.2.2 实验抗体 | 第66-67页 |
| 3.2.3 耗材 | 第67-68页 |
| 3.2.4 实验仪器 | 第68-69页 |
| 3.3 实验方法 | 第69-76页 |
| 3.3.1 材料 | 第69页 |
| 3.3.2 表征 | 第69-70页 |
| 3.3.3 制备不同大小的脂质体 | 第70页 |
| 3.3.4 Au-NPs的准备 | 第70页 |
| 3.3.5 Au-NPs与脂质体的吸附相互作用 | 第70-71页 |
| 3.3.6 不同大小的Au-NPs和脂质体的光热效应测量 | 第71页 |
| 3.3.7 近红外窗口的光热穿透深度 | 第71页 |
| 3.3.8 细胞培养 | 第71页 |
| 3.3.9 动物以及肿瘤模型构建 | 第71-72页 |
| 3.3.10 不同波长的激光照射时肿瘤温度的检测 | 第72页 |
| 3.3.11 体内的光热治疗 | 第72页 |
| 3.3.12 NIR(Ⅱ)介导的光热治疗诱发的细胞层面的ICD的检测 | 第72-73页 |
| 3.3.13 NIR(Ⅱ) PTT介导的光热治疗诱发的组织层面的ICD的检测 | 第73页 |
| 3.3.14 NIR(Ⅱ)介导的光热治疗对DC细胞的成熟及CD8~+T细胞比例的影响的实验。 | 第73-74页 |
| 3.3.15 血清中细胞因子的检测 | 第74页 |
| 3.3.16 ICD经典实验(ICD验证的金标准) | 第74页 |
| 3.3.17 免疫组化 | 第74-75页 |
| 3.3.18 远端转移模型 | 第75页 |
| 3.3.19 细胞表面标志物的FACS检测 | 第75页 |
| 3.3.20 Em@PPy/DSPE-PEG纳米颗粒的制备 | 第75-76页 |
| 3.3.21 肿瘤转移抑制实验 | 第76页 |
| 3.3.22 统计学分析 | 第76页 |
| 3.4 结果与讨论 | 第76-92页 |
| 3.4.1 通过控制AuNPs的自组装,制备了具有精确可调LSPR的纳米结构 | 第76-79页 |
| 3.4.2 NIR(Ⅱ) PTT诱导4T1肿瘤细胞释放损伤相关分子模式(DAMPs) | 第79-81页 |
| 3.4.3 NIR(Ⅱ) PTT诱导4T1肿瘤组织释放损伤相关分子模式(DAMPs) | 第81-82页 |
| 3.4.4 NIR(Ⅱ) PTT诱导的肿瘤的ICD涉及天然免疫应答 | 第82-84页 |
| 3.4.5 NIR(Ⅱ)PTT诱导的ICD激活获得性免疫应答,提供了一种抗4T1肿瘤的疫苗接种的策略 | 第84-86页 |
| 3.4.6 免疫原性的NIR(Ⅱ)PTT促进天然免疫和获得性免疫应答,增加4T1肿瘤对免疫检查抑制剂的响应 | 第86-89页 |
| 3.4.7 系统注射的红细胞膜包被的2D超薄聚吡咯纳米片(Em@PPY)的NIR(Ⅱ)PTT治疗诱导ICD用于肿瘤转移的预防 | 第89-92页 |
| 3.5 结论 | 第92-95页 |
| 参考文献 | 第95-107页 |
| 附录一 Westen Blot相关试剂配制以及实验步骤 | 第107-111页 |
| 附录二 病理制片(取材,固定,脱水,包埋,切片) | 第111-113页 |
| 附录三 免疫组化步骤 | 第113-115页 |
| 附录四 ELISA检测细胞培养上清以及血清中炎性因子的分泌 | 第115-117页 |
| 致谢 | 第117-119页 |
| 在读期间发表的学术论文与取得的研究成果 | 第119页 |
