| 中文摘要 | 第4-7页 |
| Abstract | 第7-10页 |
| 缩略语/符号说明 | 第16-17页 |
| 前言 | 第17-20页 |
| 研究现状、成果 | 第17-18页 |
| 研究目的、方法 | 第18-20页 |
| 一、建立动物模型探讨金属材料对发育期颅骨生长的限制性研究 | 第20-33页 |
| 1.1 对象和方法 | 第20-25页 |
| 1.1.1 实验材料 | 第20-21页 |
| 1.1.1.1 实验动物 | 第20页 |
| 1.1.1.2 实验器材和仪器 | 第20-21页 |
| 1.1.2 实验方法 | 第21-25页 |
| 1.1.2.1 动物分组和处理 | 第21页 |
| 1.1.2.2 手术方法 | 第21-22页 |
| 1.1.2.3 实验动物行为学观察 | 第22页 |
| 1.1.2.4 实验动物头围的测量 | 第22页 |
| 1.1.2.5 颅骨CT扫描及三维重建 | 第22-23页 |
| 1.1.2.6 实验动物体重的测量 | 第23页 |
| 1.1.2.7 实验动物脑容积和重量的测量 | 第23页 |
| 1.1.2.8 颅骨组织显微镜下观察 | 第23-24页 |
| 1.1.2.9 脑组织显微镜下观察 | 第24-25页 |
| 1.1.2.10 统计学分析 | 第25页 |
| 1.2 结果 | 第25-29页 |
| 1.2.1 实验动物的行为学表现 | 第25-26页 |
| 1.2.2 实验动物头围的变化 | 第26页 |
| 1.2.3 游离钛钉间位置的变化 | 第26-27页 |
| 1.2.4 实验动物体重的变化 | 第27-28页 |
| 1.2.5 实验动物脑组织体积和重量结果 | 第28页 |
| 1.2.6 颅骨多点取材显微镜下观察结果 | 第28-29页 |
| 1.2.7 脑组织显微镜下观察结果 | 第29页 |
| 1.3 讨论 | 第29-32页 |
| 1.3.1 颅骨缺损对小儿的影响及早期修补的意义 | 第29-30页 |
| 1.3.2 修补材料在发育期颅骨内移动方式 | 第30-31页 |
| 1.3.3 小儿颅骨缺损早期修补的前景 | 第31-32页 |
| 1.4 小结 | 第32-33页 |
| 二、建立动物模型探讨小儿大骨窗颅骨缺损早期修补的可行性研究 | 第33-50页 |
| 2.1 对象和方法 | 第34-36页 |
| 2.1.1 实验材料 | 第34页 |
| 2.1.1.1 实验动物 | 第34页 |
| 2.1.1.2 实验器材和仪器 | 第34页 |
| 2.1.2 实验方法 | 第34-36页 |
| 2.1.2.1 动物分组 | 第34页 |
| 2.1.2.2 确定动物模型颅骨缺损的面积 | 第34-35页 |
| 2.1.2.3 手术方法 | 第35页 |
| 2.1.2.4 实验动物行为学观察 | 第35页 |
| 2.1.2.5 颅骨CT扫描及三维重建 | 第35-36页 |
| 2.1.2.6 实验动物头围的测量 | 第36页 |
| 2.1.2.7 实验动物体重的测量 | 第36页 |
| 2.1.2.8 缺损区新生骨生长情况 | 第36页 |
| 2.1.2.9 实验动物脑组织体积和重量的测量 | 第36页 |
| 2.1.2.10 实验动物脑组织显微镜下观察 | 第36页 |
| 2.1.2.11 统计学分析 | 第36页 |
| 2.2 结果 | 第36-41页 |
| 2.2.1 实验动物的行为学表现 | 第36-37页 |
| 2.2.2 实验动物头颅CT扫描结果 | 第37页 |
| 2.2.3 实验动物头围的变化 | 第37-39页 |
| 2.2.4 实验动物体重的变化 | 第39页 |
| 2.2.5 实验动物缺损区新生骨生长情况及结构特点 | 第39-40页 |
| 2.2.6 实验动物脑组织体积和重量的结果 | 第40页 |
| 2.2.7 实验动物脑组织显微镜下观察结果 | 第40-41页 |
| 2.3 讨论 | 第41-49页 |
| 2.3.1 小儿颅骨缺损修补的现状 | 第41-43页 |
| 2.3.2 小儿颅骨缺损早期修补致畸的危险因素 | 第43页 |
| 2.3.3 颅骨的自愈现象分析 | 第43-45页 |
| 2.3.4 钛网作为颅骨缺损修补材料的临床应用 | 第45-46页 |
| 2.3.5 小儿颅骨缺损的修补治疗及并发症的预防 | 第46-48页 |
| 2.3.6 颅骨缺损综合征发生因素 | 第48-49页 |
| 2.4 小结 | 第49-50页 |
| 三、microRNA-539在颅骨成骨细胞发育过程中的研究 | 第50-75页 |
| 3.1 实验对象 | 第50-52页 |
| 3.1.1 细胞系 | 第50页 |
| 3.1.2 实验仪器和试剂 | 第50-52页 |
| 3.1.2.1 主要实验仪器 | 第50-51页 |
| 3.1.2.2 主要实验试剂 | 第51-52页 |
| 3.2 实验方法 | 第52-65页 |
| 3.2.1 试剂的配制 | 第52-54页 |
| 3.2.2 细胞培养 | 第54页 |
| 3.2.3 RT-PCR | 第54-58页 |
| 3.2.3.1 提取总RNA | 第54页 |
| 3.2.3.2 分光光度计测定总RNA浓度 | 第54-55页 |
| 3.2.3.3 琼脂糖凝胶电泳检测总RNA质量 | 第55页 |
| 3.2.3.4 逆转录产生cDNA | 第55-56页 |
| 3.2.3.5 引物设计 | 第56页 |
| 3.2.3.6 DLx2调控的mRNA测定 | 第56-57页 |
| 3.2.3.7 miRNA-539测定 | 第57-58页 |
| 3.2.4 WesternBlot测定DLx2调控蛋白 | 第58-62页 |
| 3.2.4.1 提取细胞总蛋白 | 第58-59页 |
| 3.2.4.2 测定细胞总蛋白量 | 第59页 |
| 3.2.4.3 配制10%的PAGE凝胶 | 第59-60页 |
| 3.2.4.4 配制4%浓缩胶 | 第60页 |
| 3.2.4.5 样本处理 | 第60页 |
| 3.2.4.6 电泳 | 第60-61页 |
| 3.2.4.7 转膜 | 第61页 |
| 3.2.4.8 封闭、孵育抗体 | 第61-62页 |
| 3.2.4.9 显色曝光、结果分析 | 第62页 |
| 3.2.5 miRNA-539慢病毒稳定表达载体(pre-miR-539)的构建 | 第62页 |
| 3.2.6 荧光素酶报告实验 | 第62-63页 |
| 3.2.6.1 荧光素酶报告基因载体的构建 | 第62-63页 |
| 3.2.6.2 细胞转染 | 第63页 |
| 3.2.6.3 Dual-Luciferase报告基因检测系统操作步骤 | 第63页 |
| 3.2.6.3.1 试剂准备 | 第63页 |
| 3.2.6.3.2 细胞裂解 | 第63页 |
| 3.2.6.3.3 检测样品 | 第63页 |
| 3.2.6.3.4 数据分析 | 第63页 |
| 3.2.7 WesternBlot测定转染后DLx2调控的蛋白水平 | 第63-64页 |
| 3.2.8 RT-PCR测定转染后miRNA-539和DLx2调控的mRNA水平 | 第64页 |
| 3.2.9 碱性磷酸酶染色 | 第64-65页 |
| 3.2.9.1 原理 | 第64页 |
| 3.2.9.2 步骤 | 第64-65页 |
| 3.2.10 茜素红染色 | 第65页 |
| 3.2.10.1 工作原理 | 第65页 |
| 3.2.10.2 配制工作液 | 第65页 |
| 3.2.10.3 操作步骤 | 第65页 |
| 3.2.11 定量和统计学分析 | 第65页 |
| 3.3 结果 | 第65-73页 |
| 3.3.1 miRNA-539在成骨细胞分化和矿化过程中是下调的 | 第65-66页 |
| 3.3.2 DLx2基因在成骨细胞分化和矿化过程中是上调的 | 第66-68页 |
| 3.3.3 miRNA-539的高表达抑制DLx2的表达 | 第68-71页 |
| 3.3.4 miRNA-539的高表达抑制成骨细胞矿化过程 | 第71-72页 |
| 3.3.5 DLx2可能是miRNA-539的直接靶目标 | 第72-73页 |
| 3.4 讨论 | 第73-74页 |
| 3.5 小结 | 第74-75页 |
| 全文结论 | 第75-76页 |
| 论文创新点 | 第76-77页 |
| 参考文献 | 第77-86页 |
| 发表论文和参加科研情况说明 | 第86-87页 |
| 综述 儿童颅骨缺损早期修复的可行性及临床研究 | 第87-94页 |
| 综述参考文献 | 第92-94页 |
| 致谢 | 第94-95页 |
| 个人简历 | 第95页 |
