| 摘要 | 第4-5页 |
| Abstract | 第5-6页 |
| 英文缩写表 | 第7-13页 |
| 1 引言 | 第13-30页 |
| 1.1 猪圆环病毒 2 型的国内外研究概况 | 第13-19页 |
| 1.1.1 PCV2 的生物学特性 | 第13-14页 |
| 1.1.2 PCV2 的基因组结构及主要编码的蛋白 | 第14-15页 |
| 1.1.3 PCV2 的流行病学 | 第15-16页 |
| 1.1.4 PCV2 的致病机理 | 第16-19页 |
| 1.2 细胞自噬的研究进展 | 第19-24页 |
| 1.2.1 自噬的发现及分类 | 第19-20页 |
| 1.2.2 自噬的发生过程 | 第20-21页 |
| 1.2.3 自噬调控基因 | 第21-22页 |
| 1.2.4 自噬的检测方法 | 第22-23页 |
| 1.2.5 自噬与病原体的相互关系 | 第23-24页 |
| 1.3 研究目的与意义 | 第24页 |
| 1.4 研究内容与技术路线 | 第24-29页 |
| 1.4.1 研究内容 | 第24-25页 |
| 1.4.2 技术路线 | 第25-29页 |
| 1.5 研究目标 | 第29-30页 |
| 2 猪圆环病毒 2 型感染对 PK-15 细胞自噬活性的影响 | 第30-42页 |
| 2.1 材料 | 第30-33页 |
| 2.1.1 细胞及毒株 | 第30页 |
| 2.1.2 主要试剂与试剂盒 | 第30页 |
| 2.1.3 抗体 | 第30页 |
| 2.1.4 细胞培养用溶液 | 第30-31页 |
| 2.1.5 RNA 和 DNA 提取试剂 | 第31-32页 |
| 2.1.6 琼脂糖凝胶电泳用溶液 | 第32页 |
| 2.1.7 免疫过氧化物酶单层试验（IPMA）所用试剂 | 第32页 |
| 2.1.8 透射电镜及激光共聚焦免疫荧光显微镜用试剂 | 第32-33页 |
| 2.1.9 主要仪器 | 第33页 |
| 2.2 方法 | 第33-35页 |
| 2.2.1 PCR 用引物的设计与合成 | 第33页 |
| 2.2.2 细胞培养 | 第33页 |
| 2.2.3 PCV2 SD/2008 株病毒培养物 TCID50的测定 | 第33-34页 |
| 2.2.4 病毒灭活 | 第34页 |
| 2.2.5 接毒 | 第34页 |
| 2.2.6 透射电镜技术 | 第34页 |
| 2.2.7 激光共聚焦免疫荧光 | 第34-35页 |
| 2.2.8 数据统计和分析 | 第35页 |
| 2.3 结果与分析 | 第35-39页 |
| 2.3.1 PCV2 SD/2008 病毒液 TCID50的测定 | 第35-36页 |
| 2.3.2 紫外线照射能够灭活 PCV2 SD/2008 | 第36页 |
| 2.3.3 PCV2 感染诱导 PK-15 细胞产生自噬体囊泡 | 第36-38页 |
| 2.3.4 PCV2 感染导致 PK-15 细胞内 LC3 含量升高、p62 含量降低 | 第38-39页 |
| 2.4 讨论 | 第39-41页 |
| 2.5 小结 | 第41-42页 |
| 3 猪圆环病毒 2 型诱导感染猪细胞自噬的现象 | 第42-55页 |
| 3.1 材料 | 第42-44页 |
| 3.1.1 实验动物 | 第42页 |
| 3.1.2 抗体 | 第42页 |
| 3.1.3 RNA 和 DNA 提取试剂 | 第42页 |
| 3.1.4 琼脂糖凝胶电泳用溶液 | 第42页 |
| 3.1.5 透射电镜及激光共聚焦免疫荧光显微镜用试剂 | 第42-43页 |
| 3.1.6 组织切片及免疫组化用试剂 | 第43-44页 |
| 3.1.7 主要仪器 | 第44页 |
| 3.2 方法 | 第44-47页 |
| 3.2.1 PCR 用引物的设计与合成 | 第44页 |
| 3.2.2 实验动物的分组与感染 | 第44页 |
| 3.2.3 组织和血清中 PCV2 核酸的检测 | 第44-45页 |
| 3.2.4 透射电镜技术 | 第45页 |
| 3.2.5 组织切片的制作 | 第45-46页 |
| 3.2.6 组织中自噬信号及病毒的免疫组化检测 | 第46-47页 |
| 3.2.7 猪肺泡巨噬细胞激光共聚焦免疫荧光技术 | 第47页 |
| 3.2.8 数据表示和统计分析 | 第47页 |
| 3.3 结果与分析 | 第47-52页 |
| 3.3.1 猪组织和血液中检测到 PCV2 核酸 | 第47-48页 |
| 3.3.2 透射电镜观察到 PCV2 感染的猪淋巴结中巨噬细胞内有自噬样囊泡 | 第48-49页 |
| 3.3.3 猪组织细胞中 PCV2 抗原及自噬信号的免疫组化检测 | 第49-51页 |
| 3.3.4 激光共聚焦免疫荧光显微镜检测 PAM 中自噬及 PCV2 信号 | 第51-52页 |
| 3.4 讨论 | 第52-54页 |
| 3.5 小结 | 第54-55页 |
| 4 细胞自噬对猪圆环病毒 2 型在 PK-15 细胞上增殖影响 | 第55-71页 |
| 4.1 材料 | 第55-56页 |
| 4.1.1 细胞及毒株 | 第55页 |
| 4.1.2 主要试剂与试剂盒 | 第55页 |
| 4.1.3 抗体 | 第55页 |
| 4.1.4 细胞培养用溶液 | 第55页 |
| 4.1.5 透射电镜及激光共聚焦免疫荧光显微镜用试剂 | 第55页 |
| 4.1.6 RNA 和 DNA 提取试剂 | 第55-56页 |
| 4.1.7 琼脂糖凝胶电泳用溶液 | 第56页 |
| 4.1.8 免疫过氧化物酶单层试验（IPMA）所用试剂 | 第56页 |
| 4.1.9 主要仪器 | 第56页 |
| 4.2 方法 | 第56-61页 |
| 4.2.1 PCR 用引物的设计与合成 | 第56页 |
| 4.2.2 细胞培养 | 第56页 |
| 4.2.3 接毒 | 第56-57页 |
| 4.2.4 透射电镜技术 | 第57页 |
| 4.2.5 PCV2 实时荧光定量 PCR 标准曲线的建立 | 第57-58页 |
| 4.2.6 病毒 DNA 浓度的测定 | 第58-59页 |
| 4.2.7 病毒 mRNA 含量的测定 | 第59-60页 |
| 4.2.8 自噬调节剂作用后 PCV2 病毒液的毒价测定 | 第60页 |
| 4.2.9 激光共聚焦免疫荧光 | 第60页 |
| 4.2.10 数据表示和统计分析 | 第60-61页 |
| 4.3 结果与分析 | 第61-69页 |
| 4.3.1 雷帕霉素刺激后使细胞内自噬样囊泡增多 | 第61-62页 |
| 4.3.2 检测 PCV2 的 Real-time PCR 标准曲线 | 第62-63页 |
| 4.3.3 细胞自噬显著促进 PCV2 在 PK-15 细胞中的增殖 | 第63-66页 |
| 4.3.4 共聚焦免疫荧光显微镜 | 第66-69页 |
| 4.4 讨论 | 第69-70页 |
| 4.5 小结 | 第70-71页 |
| 5 细胞自噬对猪圆环病毒 2 型在小鼠体内复制的影响 | 第71-84页 |
| 5.1 材料 | 第71-72页 |
| 5.1.1 实验动物 | 第71页 |
| 5.1.2 主要试剂 | 第71页 |
| 5.1.3 抗体 | 第71页 |
| 5.1.4 RNA 和 DNA 提取试剂 | 第71-72页 |
| 5.1.5 琼脂糖凝胶电泳用溶液 | 第72页 |
| 5.1.6 组织切片及免疫组化用试剂 | 第72页 |
| 5.1.7 透射电镜及激光共聚焦免疫荧光显微镜用试剂 | 第72页 |
| 5.1.8 主要仪器 | 第72页 |
| 5.2 方法 | 第72-74页 |
| 5.2.1 PCR 用引物的设计与合成 | 第72页 |
| 5.2.2 自噬激动、自噬抑制小鼠模型的建立 | 第72页 |
| 5.2.3 自噬激动、自噬抑制小鼠模型的检测 | 第72-73页 |
| 5.2.4 动物试验分组及感染 | 第73页 |
| 5.2.5 小鼠组织中 PCV2 DNA 含量的检测 | 第73页 |
| 5.2.6 小鼠脾脏中 PCV2 和自噬标志分子 Beclin、LC3 的检测 | 第73-74页 |
| 5.2.7 数据表示和统计分析 | 第74页 |
| 5.3 结果与分析 | 第74-81页 |
| 5.3.1 自噬激动和自噬抑制小鼠模型的成功建立 | 第74-77页 |
| 5.3.2 细胞自噬在小鼠体内复制的影响 | 第77-81页 |
| 5.4 讨论 | 第81-83页 |
| 5.5 小结 | 第83-84页 |
| 6 结论 | 第84-85页 |
| 参考文献 | 第85-92页 |
| 在读期间发表的学术论文与获得的研究成果 | 第92-93页 |
| 作者简介 | 第93-94页 |
| 致谢 | 第94-95页 |
