| 前言 | 第4-5页 |
| 中文摘要 | 第5-7页 |
| Abstract | 第7-9页 |
| 第1章 文献综述 | 第14-24页 |
| 1.1 内皮祖细胞 | 第15页 |
| 1.2 血管新生相关蛋白家族 | 第15-20页 |
| 1.2.1 血管内皮生长因子 | 第16-17页 |
| 1.2.2 缺氧诱发缺氧诱导因子 | 第17-19页 |
| 1.2.3 基质金属蛋白酶 | 第19页 |
| 1.2.4 促红细胞生成素 | 第19-20页 |
| 1.3 血管新生的主要信号通路 | 第20-23页 |
| 1.3.1 VEGF相关信号通路介导的新生血管形成 | 第20-21页 |
| 1.3.2 经典Wnt信号通路介导的新生血管形成 | 第21页 |
| 1.3.3 Notch信号通路介导的新生血管形成 | 第21-22页 |
| 1.3.4 MAPK/ERK信号通路介导的新生血管形成 | 第22-23页 |
| 1.4 总结与展望 | 第23-24页 |
| 第2章 VEGF与EGFP基因共表达的慢病毒载体的构建及功能鉴定 | 第24-46页 |
| 2.1 实验仪器与材料 | 第24-29页 |
| 2.1.1 主要实验仪器 | 第24-25页 |
| 2.1.2 主要实验试剂 | 第25页 |
| 2.1.3 常用试剂的配制 | 第25-29页 |
| 2.2 实验方法 | 第29-37页 |
| 2.2.1 质粒pLVX-VEGF 164-IRES-ZsGreen1的构建 | 第29-34页 |
| 2.2.2 目的片度测序 | 第34页 |
| 2.2.3 HIV-1慢病毒载体的包装和表达 | 第34页 |
| 2.2.4 慢病毒滴度测定 | 第34-35页 |
| 2.2.5 构建病毒载体感染293T细胞后VEGF的RT-PCR鉴定 | 第35页 |
| 2.2.6 构建病毒载体感染293T细胞后VEGF的Western blotting鉴定 | 第35-37页 |
| 2.3 结果 | 第37-43页 |
| 2.3.1 VEGF164的合成 | 第37-38页 |
| 2.3.2 VEGF164片段的回收 | 第38页 |
| 2.3.3 质粒酶切鉴定 | 第38-40页 |
| 2.3.4 目的片度测序 | 第40-41页 |
| 2.3.5 携带VEGF慢病毒滴度的测定 | 第41页 |
| 2.3.6 重组慢病毒质粒VEGF164的表达 | 第41-43页 |
| 2.4 讨论 | 第43-44页 |
| 2.5 结论 | 第44-46页 |
| 第3章 内皮祖细胞治疗脑梗死的疗效和机制 | 第46-72页 |
| 3.1 实验仪器与材料 | 第46-49页 |
| 3.1.1 主要实验仪器 | 第46-47页 |
| 3.1.2 主要实验试剂 | 第47页 |
| 3.1.3 实验动物 | 第47-48页 |
| 3.1.4 常用试剂的配制 | 第48-49页 |
| 3.2 实验方法 | 第49-57页 |
| 3.2.1 内皮祖细胞的分离培养和鉴定 | 第49-51页 |
| 3.2.2 内皮祖细胞治疗脑梗死 | 第51-57页 |
| 3.3 统计学分析 | 第57-58页 |
| 3.4 实验结果 | 第58-69页 |
| 3.4.1 骨髓源性的内皮祖细胞的生长特性 | 第58页 |
| 3.4.2 内皮祖细胞的鉴定 | 第58-59页 |
| 3.4.3 各组MCAO大鼠神经行为学评分和体重指数对比 | 第59-61页 |
| 3.4.4 MCAO模型各组脑组织的HE染色比较 | 第61-62页 |
| 3.4.5 各组脑组织的免疫组织化学染色 | 第62-66页 |
| 3.4.6 MCAO模型脑组织Tunel染色 | 第66-67页 |
| 3.4.7 各组MCAO脑组织的Western blotting分析 | 第67-69页 |
| 3.5 讨论 | 第69-70页 |
| 3.6 结论 | 第70-72页 |
| 第4章 VEGF基因修饰的EPCS治疗脑梗死的促血管新生机制 | 第72-88页 |
| 4.1 实验方法 | 第72-74页 |
| 4.1.1 慢病毒感染内皮祖细胞 | 第72页 |
| 4.1.2 台盼蓝拒染法测定EPCs细胞活力 | 第72页 |
| 4.1.3 VEGF在EPCs和EPCs-VEGF细胞中表达的WB检测 | 第72页 |
| 4.1.4 实验动物和分组 | 第72-73页 |
| 4.1.5 大脑中动脉局灶性脑缺血模型的制备 | 第73页 |
| 4.1.6 MCAO模型的判定神经功能评分和TTC染色判定 | 第73页 |
| 4.1.7 大鼠MCAO模型侧脑室区立体定位移植 | 第73页 |
| 4.1.8 MCAO大鼠各组7d头核磁共振成像 | 第73页 |
| 4.1.9 7d时各组mNSS评分和体重指数测定 | 第73页 |
| 4.1.10 MCAO模型各组免疫组织化学染色和Tunel-POD染色 | 第73页 |
| 4.1.11 脑组织石蜡切片免疫荧光染色 | 第73-74页 |
| 4.1.12 VEGF、HIF-1α、CD34、MMP-9、SDF-1和CXCR4蛋白含量的检测 | 第74页 |
| 4.2 统计学分析 | 第74页 |
| 4.3 结果 | 第74-85页 |
| 4.3.1 最佳MOI值确定 | 第74-75页 |
| 4.3.2 台盼蓝拒染法测定细胞活力 | 第75页 |
| 4.3.3 VEGF在EPCs和EPCs-VEGF细胞中表达的WB检测 | 第75页 |
| 4.3.4 各组MCAO大鼠神经行为学评分和体重指数对比 | 第75-76页 |
| 4.3.5 各组MCAO大鼠脑梗塞体积的测定结果 | 第76-78页 |
| 4.3.6 各组脑组织的免疫组织化学染色 | 第78-80页 |
| 4.3.7 MCAO大鼠HIF-1α、VEGF荧光双染 | 第80-81页 |
| 4.3.8 MCAO模型脑组织Tunel染色 | 第81-82页 |
| 4.3.9 各组MCAO脑组织的Western blotting分析 | 第82-85页 |
| 4.4 讨论 | 第85-87页 |
| 4.5 结论 | 第87-88页 |
| 第5章 结论 | 第88-90页 |
| 参考文献 | 第90-104页 |
| 作者简介及在学期间所取得的科研成果 | 第104-106页 |
| 致谢 | 第106页 |
