| 中文摘要 | 第3-6页 |
| 英文摘要 | 第6-9页 |
| 缩略词列表 | 第14-15页 |
| 1 绪论 | 第15-25页 |
| 1.1 FGF19基因在肝癌耐药过程中的作用机制 | 第15-19页 |
| 1.1.1 肝癌的研究现状 | 第15-16页 |
| 1.1.2 索拉非尼的临床应用价值和面临的挑战 | 第16页 |
| 1.1.3 FGF19的重要性和研究状况 | 第16-17页 |
| 1.1.4 活性氧与细胞凋亡 | 第17-18页 |
| 1.1.5 本课题的研究目的和主要内容 | 第18-19页 |
| 1.1.6 本课题的创新之处 | 第19页 |
| 1.2 小分子化合物CYT997的抗癌新机理 | 第19-25页 |
| 1.2.1 头颈癌的研究现状 | 第19-20页 |
| 1.2.2 小分子抑制剂CYT997 | 第20-21页 |
| 1.2.3 细胞自噬 | 第21-22页 |
| 1.2.4 自噬与肿瘤治疗 | 第22-23页 |
| 1.2.5 本课题的研究目的和主要内容 | 第23页 |
| 1.2.6 本课题的创新点 | 第23-25页 |
| 2 FGF19/FGFR4信号通路在肝癌耐药过程中的作用和调控机制 | 第25-61页 |
| 2.1 引言 | 第25-26页 |
| 2.2 材料与试剂 | 第26-29页 |
| 2.2.1 细胞系,菌株和质粒 | 第26页 |
| 2.2.2 实验试剂 | 第26-27页 |
| 2.2.3 主要仪器与设备 | 第27-28页 |
| 2.2.4 主要溶液的配制方法 | 第28-29页 |
| 2.3 方法与技术 | 第29-40页 |
| 2.3.1 细胞培养 | 第29页 |
| 2.3.2 细胞蛋白提取 | 第29-30页 |
| 2.3.3 WesternBlot实验 | 第30-31页 |
| 2.3.4 构建过表达的FGF19、FGFR4质粒 | 第31-35页 |
| 2.3.5 敲减FGF19慢病毒载体的包装及细胞系的构建 | 第35-36页 |
| 2.3.6 通过CRISPR/Cas9方法构建敲除FGFR4细胞系 | 第36-38页 |
| 2.3.7 细胞增殖实验 | 第38页 |
| 2.3.8 构建索拉非尼耐药细胞系 | 第38页 |
| 2.3.9 电化学生物传感器检测超氧阴离子 | 第38-39页 |
| 2.3.10 细胞内活性氧的荧光染色实验 | 第39页 |
| 2.3.11 通过DAPI核染色检测细胞凋亡 | 第39页 |
| 2.3.12 细胞划痕实验 | 第39页 |
| 2.3.13 构建索拉非尼耐药细胞移植瘤模型 | 第39-40页 |
| 2.3.14 统计学分析 | 第40页 |
| 2.4 结果 | 第40-57页 |
| 2.4.1 索拉非尼诱导肝癌细胞氧化应激相关的凋亡 | 第40-42页 |
| 2.4.2 在肝癌细胞对索拉非尼的响应中FGF19是关键的调节因素 | 第42-47页 |
| 2.4.3 在索拉非尼引起的ROS相关的凋亡中FGFR4是必不可少的 | 第47-50页 |
| 2.4.4 FGF19的缺失增强索拉非尼肝癌耐药细胞对索拉非尼的敏感性 | 第50-54页 |
| 2.4.5 普纳替尼促进索拉非尼耐药细胞的死亡 | 第54-56页 |
| 2.4.6 普纳替尼影响索拉非尼肝癌耐药细胞的迁移 | 第56页 |
| 2.4.7 普纳替尼增强索拉非尼对耐药细胞移植瘤的影响 | 第56-57页 |
| 2.5 讨论 | 第57-59页 |
| 2.6 本章小结 | 第59-61页 |
| 3 FGF19在索拉非尼诱导肝癌细胞产生NO中的作用 | 第61-75页 |
| 3.1 引言 | 第61-62页 |
| 3.2 材料与方法 | 第62-63页 |
| 3.2.1 细胞系和标准实验 | 第62页 |
| 3.2.2 实验试剂 | 第62页 |
| 3.2.3 电化学NO生物传感器的构建 | 第62页 |
| 3.2.4 荧光染色实验评估NO的水平 | 第62-63页 |
| 3.2.5 统计学分析 | 第63页 |
| 3.3 结果 | 第63-72页 |
| 3.3.1 索拉非尼在抑制肝癌细胞增殖过程中诱导细胞产生NO | 第63-65页 |
| 3.3.2 FGF19表达水平能够调节肝癌细胞对索拉非尼的响应 | 第65-68页 |
| 3.3.3 FGFR4在索拉非尼引起的NO释放中是一个关键的因素 | 第68-69页 |
| 3.3.4 在索拉非尼耐药细胞中NO水平可以影响耐药细胞对索拉非尼的敏感性 | 第69-71页 |
| 3.3.5 BLU9931增强索拉非尼对耐药细胞的抑制能力 | 第71-72页 |
| 3.4 讨论 | 第72-73页 |
| 3.5 本章小结 | 第73-75页 |
| 4 小分子化合物CYT997诱导HNSCC细胞凋亡 | 第75-83页 |
| 4.1 引言 | 第75页 |
| 4.2 材料与方法 | 第75-77页 |
| 4.2.1 细胞系与细胞培养 | 第75-76页 |
| 4.2.2 实验试剂和标准实验 | 第76页 |
| 4.2.3 电化学生物传感器检测细胞释放的O2·?水平 | 第76页 |
| 4.2.4 荧光染色分析细胞内的氧化应激 | 第76页 |
| 4.2.5 统计学分析 | 第76-77页 |
| 4.3 结果 | 第77-81页 |
| 4.3.1 CYT997可以有效的抑制HNSCC细胞的生存能力 | 第77-78页 |
| 4.3.2 CYT997可以显著诱导HNSCC细胞的凋亡 | 第78-79页 |
| 4.3.3 CYT997能够引起HNSCC细胞氧化应激的升高 | 第79-80页 |
| 4.3.4 CYT997能够引起HNSCC细胞氧化应激介导的凋亡 | 第80-81页 |
| 4.4 讨论 | 第81-82页 |
| 4.5 本章小结 | 第82-83页 |
| 5 自噬在CYT997诱导细胞凋亡中的作用 | 第83-97页 |
| 5.1 引言 | 第83页 |
| 5.2 材料与方法 | 第83-85页 |
| 5.2.1 细胞系与细胞培养 | 第83页 |
| 5.2.2 实验试剂 | 第83-84页 |
| 5.2.3 自噬体荧光染色 | 第84页 |
| 5.2.4 TEM细胞样品的制备 | 第84页 |
| 5.2.5 构建HNSCC移植瘤模型和免疫组化实验 | 第84-85页 |
| 5.2.6 统计学分析 | 第85页 |
| 5.3 结果 | 第85-93页 |
| 5.3.1 CYT997在HNSCC细胞中可以触发mTOR依赖的自噬 | 第85-87页 |
| 5.3.2 敲减ATG7增强CYT997诱导HNSCC细胞的凋亡 | 第87-88页 |
| 5.3.3 HCQ阻断自噬可以增强ROS水平并且促进CYT997诱导的HNSCC细胞凋亡 | 第88-91页 |
| 5.3.4 HCQ在HNSCC细胞的移植瘤小鼠模型中可以增强CYT997的抗肿瘤活性 | 第91-93页 |
| 5.4 讨论 | 第93-95页 |
| 5.5 本章小结 | 第95-97页 |
| 6 主要结论和研究展望 | 第97-101页 |
| 6.1 主要结论 | 第97-98页 |
| 6.1.1 FGF19/FGFR4信号通路在肝癌耐药过程中的作用和调控机制 | 第97页 |
| 6.1.2 FGF19在索拉非尼诱导肝癌细胞产生NO中的作用 | 第97页 |
| 6.1.3 小分子化合物CYT997诱导HNSCC细胞凋亡 | 第97-98页 |
| 6.1.4 自噬在CYT997诱导细胞凋亡中的作用 | 第98页 |
| 6.2 研究展望 | 第98-101页 |
| 致谢 | 第101-103页 |
| 参考文献 | 第103-119页 |
| 附录 | 第119页 |
| A.发表论文与科研成果 | 第119页 |
