| 摘要 | 第3-8页 |
| ABSTRACT | 第8-13页 |
| 实验一 抑制肝内胆管癌细胞增殖的表观遗传学药物筛选 | 第17-33页 |
| 前言 | 第17-18页 |
| 1. 目的 | 第18-19页 |
| 2. 材料 | 第19-20页 |
| 2.1 实验材料 | 第19页 |
| 2.2 主要试剂配制方法 | 第19-20页 |
| 3. 方法 | 第20-23页 |
| 3.1 细胞培养、传代、计数及分板、冻存及复苏 | 第20-22页 |
| 3.2 药物处理及CCK-8法检测RBE细胞活性 | 第22-23页 |
| 4. 统计学分析 | 第23页 |
| 5. 实验结果 | 第23-28页 |
| 5.1 关于RBE细胞敏感的表观遗传学药物的初步筛选结果 | 第23-26页 |
| 5.2 基于5.1结果的多细胞株、多浓度的药物作用效果比较 | 第26-28页 |
| 6. 讨论 | 第28-30页 |
| 参考文献 | 第30-33页 |
| 实验二 HDAC抑制剂HC toxin对CCLP-1细胞生物学功能的影响 | 第33-59页 |
| 前言 | 第33-35页 |
| 1. 目的 | 第35页 |
| 2. 材料 | 第35-37页 |
| 2.1 实验细胞、试剂与耗材 | 第35-36页 |
| 2.2 主要试剂及配制方法 | 第36-37页 |
| 3. 方法 | 第37-44页 |
| 3.1 细胞培养、药物处理、计数、传代及分板等 | 第37页 |
| 3.2 细胞爬片与形态学观察 | 第37-38页 |
| 3.3 平板克隆形成实验 | 第38-39页 |
| 3.4 7-AAD染色流式细胞术检测细胞周期时相的影响 | 第39-40页 |
| 3.5 Annexin V/7-AAD双染色法流式细胞术检测凋亡的影响 | 第40页 |
| 3.6 Western Blot法检测凋亡相关蛋白表达变化 | 第40-44页 |
| 4. 统计学分析 | 第44页 |
| 5. 实验结果 | 第44-52页 |
| 5.1 HC toxin抑制CCLP-1细胞增殖具有一定的浓度、时间依赖性 | 第44-45页 |
| 5.2 HC toxin抑制CCLP-1细胞克隆形成能力具有一定的浓度依赖性 | 第45-47页 |
| 5.3 HC toxin对CCLP-1细胞的形态学影响是多方面的 | 第47-49页 |
| 5.4 HC toxin将CCLP-1细胞周期阻滞于G0/G1期 | 第49-50页 |
| 5.5 HC toxin诱导CCLP-1细胞凋亡具有浓度依赖性 | 第50-51页 |
| 5.6 HC toxin通过多种凋亡途径完成诱导CCLP-1细胞凋亡 | 第51-52页 |
| 6. 讨论 | 第52-56页 |
| 参考文献 | 第56-59页 |
| 实验三 HDAC抑制剂HC toxin对CCLP-1细胞Notch信号通路的影响 | 第59-77页 |
| 前言 | 第59-61页 |
| 1. 目的 | 第61页 |
| 2. 材料 | 第61-62页 |
| 2.1 实验材料 | 第61-62页 |
| 2.2 主要试剂配制方法 | 第62页 |
| 2.3 主要仪器见附录 | 第62页 |
| 3. 方法 | 第62-66页 |
| 3.1 细胞培养、传代、计数及分板、冻存及复苏 | 第62页 |
| 3.2 药物处理及CCK-8法检测细胞活性 | 第62页 |
| 3.3 RT-qPCR相关实验方法 | 第62-65页 |
| 3.4 细胞免疫荧光 | 第65-66页 |
| 4. 统计学分析 | 第66页 |
| 5. 实验结果 | 第66-72页 |
| 5.1 HC toxin引起CCLP-1细胞的Notch1等基因的转录水平变化 | 第66-69页 |
| 5.2 HC toxin能引起CCLP-1细胞Notch信号通路相关蛋白上调 | 第69-71页 |
| 5.3 HC toxin能引起CCLP-1的HDAC1及组蛋白H4表达变化 | 第71页 |
| 5.4 DAPT能强化HC toxin对CCLP-1的抑制作用 | 第71-72页 |
| 6. 讨论 | 第72-75页 |
| 参考文献 | 第75-77页 |
| 附录 | 第77-80页 |
| 主要仪器设备 | 第77-79页 |
| 主要英文缩略词表 | 第79-80页 |
| 攻读学位期间成果 | 第80-81页 |
| 发表学术论文 | 第80-81页 |
| 致谢 | 第81-83页 |
