摘要 | 第5-6页 |
Abstract | 第6-7页 |
第1章 绪论 | 第12-17页 |
1.1 抗肿瘤蛋白类药物 | 第12页 |
1.2 细胞穿膜肽 | 第12-13页 |
1.3 转录因子FOXM1 | 第13-14页 |
1.4 蛋白表达系统 | 第14-15页 |
1.5 本论文的研究背景及内容 | 第15-17页 |
第2章 R9-FOXM1-N的批量纯化 | 第17-27页 |
2.1 前言 | 第17-18页 |
2.2 实验材料及实验仪器 | 第18-19页 |
2.3 实验方法 | 第19-24页 |
2.3.1 原核表达载体的构建 | 第19-20页 |
2.3.2 CaCl_2制备感受态细胞 | 第20页 |
2.3.3 质粒小提 | 第20-21页 |
2.3.4 胶回收法纯化DNA | 第21页 |
2.3.5 DNA的琼脂糖凝胶电泳 | 第21-22页 |
2.3.6 His-tag融合蛋白的诱导和纯化流程 | 第22页 |
2.3.7 表达蛋白的SDS-聚丙烯酰胺凝胶电泳 | 第22-24页 |
2.4 实验结果 | 第24-25页 |
2.4.1 重组表达质粒pHis-FOXMl(l-234aa)-R9的构建 | 第24-25页 |
2.4.2 R9-FOXM1-N重组蛋白的纯化 | 第25页 |
2.5 讨论 | 第25-27页 |
第3章 R9-FOXM1-N抑制FOXM1的转录活性 | 第27-38页 |
3.1 前言 | 第27页 |
3.2 实验材料及实验仪器 | 第27-28页 |
3.3 实验方法 | 第28-34页 |
3.3.1 细胞培养 | 第28-29页 |
3.3.2 真核表达载体pCMV-FOXM1-N(1-234aa)的构建 | 第29-30页 |
3.3.3 荧光素酶报告基因检测实验 | 第30页 |
3.3.4 Western Blotting | 第30-34页 |
3.3.5 质粒大提 | 第34页 |
3.4 实验结果 | 第34-37页 |
3.4.1 重组蛋白R9-GFP可有效进入肿瘤细胞 | 第34-35页 |
3.4.2 肿瘤细胞中过表达FOXM1氮端可抑制FOXM1的转录活性 | 第35-36页 |
3.4.3 R9-FOXM1-N可抑制肿瘤细胞中的FOXM1转录活性 | 第36-37页 |
3.5 讨论 | 第37-38页 |
第4章 R9-FOXM1-N抑瘤效应 | 第38-45页 |
4.1 前言 | 第38-39页 |
4.2 实验材料及实验仪器 | 第39-40页 |
4.3 实验方法 | 第40-42页 |
4.3.1 细胞传代培养 | 第40页 |
4.3.2 细胞的复苏 | 第40页 |
4.3.3 细胞的冻存 | 第40-41页 |
4.3.4 MTT法检测细胞活性 | 第41页 |
4.3.5 流式细胞仪检测细胞周期 | 第41-42页 |
4.4 实验结果 | 第42-44页 |
4.4.1 R9-FOXM1-N对不同类型肿瘤细胞增殖的抑制作用 | 第42页 |
4.4.2 R9-FOXM1-N重组蛋白肿瘤细胞形态影响 | 第42-43页 |
4.4.3 R9-FOXM1-N重组蛋白对细胞周期的影响 | 第43-44页 |
4.5 讨论 | 第44-45页 |
第5章 蛋白的PEG化 | 第45-51页 |
5.1 前言 | 第45-48页 |
5.1.1 蛋白类药物的PEG化修饰 | 第45-46页 |
5.1.2 商品化溶菌酶的PEG化条件优化及其纯化 | 第46-48页 |
5.2 实验材料及实验仪器 | 第48页 |
5.3 实验方法 | 第48-49页 |
5.3.1 PEG化的反应条件 | 第48-49页 |
5.3.2 考马斯亮蓝染色 | 第49页 |
5.4 实验结果 | 第49-50页 |
5.4.1 不同PEG试剂的PEG反应 | 第49页 |
5.4.2 mPEG-NHS在不同pH的缓冲液液的PEG化 | 第49-50页 |
5.4.3 mPEG-NHS与溶菌酶不同摩尔比例PEG反应 | 第50页 |
5.5 讨论 | 第50-51页 |
第6章 总结与展望 | 第51-52页 |
6.1 总结 | 第51页 |
6.2 展望 | 第51-52页 |
参考文献 | 第52-57页 |
附录A 英文缩写 | 第57-58页 |
附录B 常用缓冲液和试剂配方 | 第58-60页 |
攻读学位期间发表的论文 | 第60-61页 |
致谢 | 第61页 |