| 缩略语表 | 第8-13页 |
| 中文摘要 | 第13-19页 |
| Abstract | 第19-27页 |
| 前言 | 第28-30页 |
| 文献回顾 | 第30-49页 |
| 1.脊髓损伤 | 第30-39页 |
| 2.程序性坏死（necroptosis） | 第39-44页 |
| 3.免疫炎症和细胞死亡 | 第44-49页 |
| 第一部分 小鼠脊髓损伤后星形胶质细胞死亡的研究 | 第49-60页 |
| 1 材料 | 第49-51页 |
| 1.1 实验动物 | 第49页 |
| 1.2 仪器 | 第49-50页 |
| 1.3 试剂 | 第50-51页 |
| 1.4 缓冲液 | 第51页 |
| 2 方法 | 第51-54页 |
| 2.1 建立小鼠脊髓夹伤模型 | 第51页 |
| 2.2 动物分组 | 第51-52页 |
| 2.3 Tamoxifen使用方法 | 第52页 |
| 2.4 组织学观察 | 第52-53页 |
| 2.5 图像采集和统计处理 | 第53-54页 |
| 3 结果 | 第54-58页 |
| 3.1 小鼠脊髓损伤后空洞扩大的时空变化 | 第54页 |
| 3.2 小鼠脊髓损伤后反应性星形胶质细胞不发生凋亡和自噬 | 第54-57页 |
| 3.3 小鼠脊髓损伤后反应性星形胶质细胞发生坏死 | 第57-58页 |
| 4 讨论 | 第58-60页 |
| 第二部分 小鼠脊髓损伤后星形胶质细胞发生necroptosis及保护研究 | 第60-83页 |
| 1 材料 | 第60-63页 |
| 1.1 实验动物 | 第60-61页 |
| 1.2 仪器 | 第61页 |
| 1.3 试剂 | 第61页 |
| 1.4 缓冲液 | 第61-63页 |
| 2 方法 | 第63-69页 |
| 2.1 建立小鼠脊髓夹伤模型 | 第63页 |
| 2.2 坏死抑制剂Nec-1 的使用 | 第63页 |
| 2.3 行为学评分 | 第63页 |
| 2.4 免疫组织化学染色（加抗原修复） | 第63-64页 |
| 2.5 普通透射电镜技术 | 第64页 |
| 2.6 免疫电镜技术 | 第64-65页 |
| 2.7 原代细胞培养 | 第65-66页 |
| 2.8 免疫细胞化学染色 | 第66页 |
| 2.9 TUNEL染色（细胞） | 第66-67页 |
| 2.10 Western blotting | 第67-68页 |
| 2.11 体外星形胶质细胞坏死模型建立 | 第68页 |
| 2.12 活细胞PI染色方法 | 第68页 |
| 2.13 活细胞ROS水平检测 | 第68页 |
| 2.14 细胞ATP水平检测 | 第68页 |
| 2.15 统计学分析 | 第68-69页 |
| 3 结果 | 第69-80页 |
| 3.1 RIP3在小鼠脊髓损伤后表达上调 | 第69页 |
| 3.2 小鼠SCI后星形胶质细胞发生RIP3/MLKL介导的necroptosis | 第69-73页 |
| 3.3 体外星形胶质细胞可发生RIP3/MLKL介导的necroptosis | 第73-75页 |
| 3.4 Nec-1 处理及RIP3基因敲除可以减轻SCI后星形胶质细胞发生necroptosis | 第75-77页 |
| 3.5 抑制necroptosis可减轻反应性星形胶质细胞的神经元毒性 | 第77-78页 |
| 3.6 抑制星形胶质细胞necroptosis可促进空洞周围神经元存活、缩小损伤空洞面积并改善运动功能恢复 | 第78-80页 |
| 4 讨论 | 第80-83页 |
| 第三部分 小鼠脊髓损伤后星形胶质细胞发生necroptosis的机制 | 第83-98页 |
| 1 材料 | 第83-84页 |
| 1.1 实验动物 | 第83页 |
| 1.2 仪器 | 第83页 |
| 1.3 试剂 | 第83-84页 |
| 1.4 细胞系 | 第84页 |
| 2 方法 | 第84-87页 |
| 2.1 建立小鼠脊髓夹伤模型 | 第84页 |
| 2.2 M1型小胶质/巨噬细胞特异性去除剂GdCl_3的使用 | 第84-85页 |
| 2.3 在体细胞PI染色 | 第85页 |
| 2.4 行为学评分 | 第85页 |
| 2.5 免疫组织化学染色 | 第85页 |
| 2.6 髓源性巨噬细胞（BMDMs）培养 | 第85页 |
| 2.7 BMDMs极化及条件性培养基收集 | 第85-86页 |
| 2.8 原代细胞培养 | 第86页 |
| 2.9 小胶质细胞极化及条件性培养收集 | 第86页 |
| 2.10 免疫组织化学染色 | 第86页 |
| 2.11 Western blotting | 第86页 |
| 2.12 活细胞PI染色方法 | 第86-87页 |
| 2.13 细胞ATP水平检测 | 第87页 |
| 2.14 统计学分析 | 第87页 |
| 3 结果 | 第87-96页 |
| 3.1 SCI后M1型小胶质/巨噬细胞与necroptosis | 第87-88页 |
| 3.2 体外M1型小胶质/巨噬细胞可诱导星形胶质细胞necroptosis | 第88-92页 |
| 3.3 体内去除M1型小胶质/巨噬细胞可减轻星形胶质细胞necroptosis | 第92-96页 |
| 4 讨论 | 第96-98页 |
| 第四部分TLR/MyD88通路参与星形胶质细胞的necroptosis | 第98-108页 |
| 1 材料 | 第98-99页 |
| 1.1 实验动物 | 第98页 |
| 1.2 仪器 | 第98-99页 |
| 1.3 试剂 | 第99页 |
| 2 方法 | 第99-100页 |
| 2.1 建立小鼠脊髓夹伤模型 | 第99页 |
| 2.2 免疫组织化学染色 | 第99页 |
| 2.3 原代星形胶质细胞培养 | 第99-100页 |
| 2.4 BMDMs极化及条件性培养基收集 | 第100页 |
| 2.5 MyD88抑制剂用法 | 第100页 |
| 2.6 Western blotting | 第100页 |
| 2.7 活细胞PI染色方法 | 第100页 |
| 2.8 统计学分析 | 第100页 |
| 3 结果 | 第100-107页 |
| 3.1 TLR4/MyD88通路蛋白可表达于RIP3阳性细胞 | 第100-101页 |
| 3.2 TLR4/MyD88参与TLZ及M1诱导的星形胶质细胞坏死 | 第101-105页 |
| 3.3 TLR4/MyD88参与SCI后星形胶质细胞坏死 | 第105-107页 |
| 4 讨论 | 第107-108页 |
| 第五部分 人脊髓损伤后星形胶质细胞necroptosis的初步研究 | 第108-113页 |
| 1 材料 | 第108-109页 |
| 1.1 人脊髓标本 | 第108页 |
| 1.2 试剂 | 第108-109页 |
| 2 方法 | 第109页 |
| 3 结果 | 第109-111页 |
| 3.1 Necroptosis及TLR4/MyD88通路蛋白在人正常脊髓组织中不表达 | 第109-110页 |
| 3.2 Necroptosis及TLR4/MyD88通路蛋白在人脊髓损伤的组织中表达 | 第110-111页 |
| 4 讨论 | 第111-113页 |
| 第六部分 脊髓损伤后小胶质/巨噬细胞发生necroptosis的初步研究 | 第113-125页 |
| 1 材料 | 第113-114页 |
| 1.1 实验动物 | 第113页 |
| 1.2 仪器 | 第113-114页 |
| 1.3 细胞系 | 第114页 |
| 1.4 试剂 | 第114页 |
| 2 方法 | 第114-116页 |
| 2.1 建立小鼠脊髓夹伤模型 | 第114-115页 |
| 2.2 免疫组织化学染色 | 第115页 |
| 2.3 在体细胞PI染色 | 第115页 |
| 2.4 原代小胶质细胞及N9细胞系培养 | 第115页 |
| 2.5 细胞OGD模型 | 第115页 |
| 2.6 Nec-1 抑制剂用法 | 第115页 |
| 2.7 内质网应激抑制剂 4-PBA用法 | 第115页 |
| 2.8 Western blotting | 第115页 |
| 2.9 活细胞PI染色方法 | 第115页 |
| 2.10 免疫电镜 | 第115页 |
| 2.11 统计学分析 | 第115-116页 |
| 3 结果 | 第116-123页 |
| 3.1 小鼠脊髓损伤后MLKL的表达及小胶质/巨噬细胞的necroptosis | 第116-119页 |
| 3.2 小鼠SCI后MLKL可表达于小胶质/巨噬细胞内质网 | 第119-120页 |
| 3.3 小鼠SCI后内质网应激相关分子GRP78可表达于坏死小胶质/巨噬细胞上 | 第120-121页 |
| 3.4 氧糖剥夺模型（OGD）可诱导N9小胶质细胞系内质网应激及necroptosis | 第121-122页 |
| 3.5 抑制小胶质细胞内质网应激可减轻necroptosis | 第122-123页 |
| 3.6 人SCI后pMLKL及GRP78可共表达于小胶质/巨噬细胞中 | 第123页 |
| 4 讨论 | 第123-125页 |
| 小结 | 第125-126页 |
| 参考文献 | 第126-140页 |
| 个人简历和研究成果 | 第140-141页 |
| 致谢 | 第141-142页 |
