| 摘要 | 第4-6页 |
| ABSTRACT | 第6-7页 |
| 引言 | 第12-13页 |
| 1 文献综述 | 第13-20页 |
| 1.1 盐胁迫对植物的影响及植物盐适应性 | 第13-16页 |
| 1.1.1 盐胁迫对植物生长发育的影响 | 第13-14页 |
| 1.1.1.1 盐胁迫对种子萌发的影响 | 第13-14页 |
| 1.1.1.2 盐胁迫对植物生长发育的影响 | 第14页 |
| 1.1.1.3 盐胁迫对植物光合作用的影响 | 第14页 |
| 1.1.2 植物对盐胁迫的适应机制 | 第14-16页 |
| 1.1.2.1 植物自身结构及器官功能特性对盐分的适应 | 第14-15页 |
| 1.1.2.2 活性氧清除机制 | 第15页 |
| 1.1.2.3 合成渗透调节物质 | 第15页 |
| 1.1.2.4 调节离子稳态 | 第15-16页 |
| 1.2 植物钙感受器及其介导的逆境信号途径 | 第16-20页 |
| 1.2.1 植物钙信号 | 第16页 |
| 1.2.2 植物细胞钙感受器 | 第16-20页 |
| 1.2.2.1 Ca~(2+)依赖蛋白激酶(CDPK) | 第17页 |
| 1.2.2.2 钙调磷酸酯酶B类蛋白(CBL) | 第17-18页 |
| 1.2.2.3 钙调素蛋白(CaM) | 第18页 |
| 1.2.2.4 类钙调素蛋白(CML) | 第18-20页 |
| 2 黄瓜CsCML1基因的克隆及生物信息学分析 | 第20-33页 |
| 2.1 材料和试剂 | 第20页 |
| 2.1.1 材料 | 第20页 |
| 2.1.2 主要试剂及试剂盒 | 第20页 |
| 2.1.3 培养基 | 第20页 |
| 2.1.4 仪器 | 第20页 |
| 2.2 方法 | 第20-26页 |
| 2.2.1 黄瓜的培养 | 第20-21页 |
| 2.2.2 黄瓜总的RNA的提取与cDNA的获取 | 第21-23页 |
| 2.2.2.1 总的RNA的提取 | 第21-22页 |
| 2.2.2.2 RNA的检测 | 第22页 |
| 2.2.2.3 RNA的反转录 | 第22-23页 |
| 2.2.3 目的基因的克隆 | 第23-25页 |
| 2.2.3.1 引物的设计与合成 | 第23页 |
| 2.2.3.2 目的基因CsCML1片段的获得 | 第23-24页 |
| 2.2.3.3 割胶回收PCR产物 | 第24页 |
| 2.2.3.4 目的片段的连接 | 第24页 |
| 2.2.3.5 大肠杆菌的转化 | 第24页 |
| 2.2.3.6 阳性克隆筛选与菌液PCR检测 | 第24-25页 |
| 2.2.4 目的基因的测序及比对 | 第25页 |
| 2.2.5 CsCML1蛋白质的预测与分析 | 第25页 |
| 2.2.6 CsCML1基因的同源性分析 | 第25-26页 |
| 2.3 结果与分析 | 第26-31页 |
| 2.3.1 黄瓜总的RNA的获得 | 第26页 |
| 2.3.2 目的基因的PCR扩增 | 第26-27页 |
| 2.3.3 CsCML1阳性克隆的PCR检测 | 第27页 |
| 2.3.4 CsCML1基因的测序结果比对 | 第27-28页 |
| 2.3.5 CsCML1编码的蛋白质序列的比对 | 第28页 |
| 2.3.6 蛋白质的预测与分析 | 第28-30页 |
| 2.3.7 CsCML1基因同源分析 | 第30-31页 |
| 2.4 讨论 | 第31-33页 |
| 3 黄瓜CsCML1在不同器官中的表达及对盐胁迫的响应 | 第33-39页 |
| 3.1 材料和试剂 | 第33页 |
| 3.1.1 材料 | 第33页 |
| 3.1.2 主要试剂及试剂盒 | 第33页 |
| 3.1.3 仪器 | 第33页 |
| 3.2 方法 | 第33-35页 |
| 3.2.1 黄瓜的培养 | 第33-34页 |
| 3.2.2 盐胁迫实验处理 | 第34页 |
| 3.2.3 黄瓜总的RNA的提取与cDNA的获取 | 第34页 |
| 3.2.3.1 总的RNA的提取 | 第34页 |
| 3.2.3.2 RNA的检测 | 第34页 |
| 3.2.3.3 RNA的反转录 | 第34页 |
| 3.2.4 实时荧光定量PCR | 第34-35页 |
| 3.2.4.1 引物的设计与合成 | 第34页 |
| 3.2.4.2 实时荧光定量PCR反应 | 第34-35页 |
| 3.3 结果与分析 | 第35-38页 |
| 3.3.1 黄瓜CsCML1基因在不同组织中的表达分析 | 第35-36页 |
| 3.3.2 盐胁迫下黄瓜CsCML1基因在根中的表达 | 第36页 |
| 3.3.3 盐胁迫下黄瓜CsCML1基因在茎中的表达 | 第36-37页 |
| 3.3.4 盐胁迫下黄瓜CsCML1基因在叶片中的表达 | 第37-38页 |
| 3.4 讨论 | 第38-39页 |
| 4 CsCML1基因表达载体的构建及转基因拟南芥的获取 | 第39-47页 |
| 4.1 材料和试剂 | 第39-40页 |
| 4.1.1 材料 | 第39页 |
| 4.1.2 主要试剂及试剂盒 | 第39页 |
| 4.1.3 培养基 | 第39页 |
| 4.1.4 主要仪器 | 第39-40页 |
| 4.2 方法 | 第40-44页 |
| 4.2.1 拟南芥的培养 | 第40页 |
| 4.2.2 植物表达载体的构建 | 第40-42页 |
| 4.2.2.1 质粒DNA的提取 | 第40页 |
| 4.2.2.2 目的片段的酶切消化 | 第40-41页 |
| 4.2.2.3 纯化回收酶切产物 | 第41页 |
| 4.2.2.4 纯化产物的连接 | 第41页 |
| 4.2.2.5 大肠杆菌的转化 | 第41页 |
| 4.2.2.6 菌液PCR检测 | 第41页 |
| 4.2.2.7 质粒DNA的提取 | 第41页 |
| 4.2.2.8 CsCML1表达载体转化农杆菌 | 第41-42页 |
| 4.2.3 农杆菌介导转化拟南芥 | 第42页 |
| 4.2.4 转基因拟南芥阳性植株的筛选与鉴定 | 第42-44页 |
| 4.2.4.1 T1代阳性转化植株的筛选 | 第42页 |
| 4.2.4.2 拟南芥T1代阳性植株的DNA提取 | 第42-43页 |
| 4.2.4.3 拟南芥T1代阳性植株的PCR检测 | 第43页 |
| 4.2.4.4 实时荧光定量PCR检测转基因株系表达的水平 | 第43-44页 |
| 4.2.4.5 转基因拟南芥T3代纯合株系的获取 | 第44页 |
| 4.3 结果与分析 | 第44-46页 |
| 4.3.1 CsCML1基因表达载体的构建 | 第44-45页 |
| 4.3.2 转基因拟南芥阳性植株的筛选与鉴定 | 第45页 |
| 4.3.3 转基因拟南芥不同株系表达水平的实时荧光定量PCR检测 | 第45-46页 |
| 4.4 讨论 | 第46-47页 |
| 5 转基因拟南芥的耐盐性鉴定 | 第47-59页 |
| 5.1 材料和试剂 | 第47页 |
| 5.1.1 材料 | 第47页 |
| 5.1.2 主要试剂 | 第47页 |
| 5.1.3 仪器 | 第47页 |
| 5.2 方法 | 第47-48页 |
| 5.2.1 拟南芥的培养 | 第47页 |
| 5.2.2 盐胁迫实验处理 | 第47-48页 |
| 5.2.2.1 盐胁迫下转基因拟南芥种子的发芽率 | 第47页 |
| 5.2.2.2 盐胁迫下转基因拟南芥根长的测定 | 第47-48页 |
| 5.2.2.3 盐胁迫下转基因拟南芥生物量的测定 | 第48页 |
| 5.2.2.4 盐胁迫下转基因拟南芥叶绿素含量的测定 | 第48页 |
| 5.2.2.5 盐胁迫下转基因拟南芥丙二醛含量的测定 | 第48页 |
| 5.2.2.6 盐胁迫下转基因拟南芥脯氨酸含量的测定 | 第48页 |
| 5.3 结果与分析 | 第48-56页 |
| 5.3.1 盐胁迫对转基因拟南芥种子发芽率的影响 | 第48-50页 |
| 5.3.2 盐胁迫对转基因拟南芥根长的影响 | 第50-52页 |
| 5.3.3 盐胁迫对转基因拟南芥生物量的影响 | 第52-54页 |
| 5.3.4 盐胁迫对转基因拟南芥叶绿素含量的影响 | 第54页 |
| 5.3.5 盐胁迫对转基因拟南芥丙二醛含量的影响 | 第54-55页 |
| 5.3.6 盐胁迫对转基因拟南芥脯氨酸含量的影响 | 第55-56页 |
| 5.4 讨论 | 第56-59页 |
| 6 结论 | 第59-60页 |
| 参考文献 | 第60-68页 |
| 致谢 | 第68页 |
