| 摘要 | 第1-5页 |
| Abstract | 第5-9页 |
| 第一章 前言 | 第9-23页 |
| ·迟缓爱德华氏菌的研究进展 | 第9-12页 |
| ·迟缓爱德华氏菌的生物学特征 | 第9-10页 |
| ·分类地位 | 第9页 |
| ·主要特征 | 第9页 |
| ·抗原性 | 第9-10页 |
| ·迟缓爱德华氏菌的毒力因子 | 第10-12页 |
| ·分泌毒素 | 第10页 |
| ·Ⅲ型和Ⅵ型分泌系统 | 第10-12页 |
| ·迟缓爱德华氏菌的流行病学及其危害 | 第12页 |
| ·迟缓爱德华氏菌病的防治 | 第12页 |
| ·细菌的群体感应系统 | 第12-21页 |
| ·LuxI/LuxR介导的种内OS系统 | 第13-14页 |
| ·AI-1的生物合成 | 第13页 |
| ·AI-1的信号转导 | 第13-14页 |
| ·LuxS/AI-2介导的种间QS系统 | 第14-18页 |
| ·AI-2的生物合成 | 第14-16页 |
| ·AI-2的信号转导 | 第16-17页 |
| ·LuxS/AI-2表达的调节 | 第17-18页 |
| ·AI-2的检测系统 | 第18页 |
| ·OS系统的生物功能 | 第18-20页 |
| ·QS系统与生物膜的形成 | 第19-20页 |
| ·QS系统的干扰 | 第20-21页 |
| ·迟缓爱德华氏菌的QS系统 | 第21-22页 |
| ·研究目的 | 第22-23页 |
| 第二章 迟缓爱德华氏菌AI-2活性的检测及luxS基因的克隆 | 第23-37页 |
| ·材料和方法 | 第24-33页 |
| ·实验材料 | 第24-25页 |
| ·菌株和质粒 | 第24页 |
| ·主要药品和试剂 | 第24页 |
| ·试剂盒 | 第24页 |
| ·实验仪器 | 第24页 |
| ·培养基 | 第24-25页 |
| ·常用溶液及缓冲液 | 第25页 |
| ·实验方法 | 第25-33页 |
| ·无菌培养上清的制备 | 第25页 |
| ·AI-2活性检测 | 第25-26页 |
| ·PCR扩增TXI luxS基因的核心序列 | 第26-27页 |
| 1、基因组DNA的提取 | 第26-27页 |
| 2、PCR扩增及产物纯化 | 第27页 |
| ·PCR纯化产物和载体的连接 | 第27-28页 |
| ·重组质粒的转化 | 第28-29页 |
| ·转化子的筛选与鉴定 | 第29页 |
| ·重组子的序列测定 | 第29-30页 |
| ·染色体步移法克隆luxS基因上下游序列 | 第30页 |
| ·PCR产物胶回收 | 第30-31页 |
| ·胶回收的PCR产物和pBS-T的连接,转化,重组子的鉴定及序列分析 | 第31页 |
| ·DHS川PBTES的构建 | 第31-33页 |
| ·luxS活性的检测 | 第33页 |
| ·结果 | 第33-35页 |
| ·TX1的无菌培养上清具有AI-2活性,且其活性受生长时期的影响 | 第33页 |
| ·TX1的AI-2活性受生长条件的影响 | 第33-34页 |
| ·TX1 luxS基因序列分析 | 第34-35页 |
| ·TX1 luxS基因可以与luxS缺陷型的E.coli DH5α互补 | 第35页 |
| ·讨论 | 第35-37页 |
| 第三章 TX1 luxS基因的启动子分析 | 第37-42页 |
| ·材料和方法 | 第38-40页 |
| ·实验材料 | 第38页 |
| ·实验方法 | 第38-40页 |
| ·PCR扩增 | 第38-39页 |
| ·PCR产物的磷酸化处理和纯化 | 第39页 |
| ·PCR产物的连接、转化和重组子的筛选 | 第39页 |
| ·β-半乳糖苷酶酶活力测定 | 第39-40页 |
| ·定点突变 | 第40页 |
| ·结果 | 第40-41页 |
| ·β-半乳糖苷酶酶活检测 | 第41页 |
| ·luxS基因的启动子序列 | 第41页 |
| ·讨论 | 第41-42页 |
| 第四章 luxS基因的表达和调控 | 第42-62页 |
| ·材料和方法 | 第43-57页 |
| ·实验材料 | 第43页 |
| ·试验方法 | 第43-57页 |
| ·RNA提取 | 第43-44页 |
| ·DNaseI处理提取的RNA | 第44页 |
| ·cDNA的合成 | 第44-45页 |
| ·Real-Time PCR | 第45页 |
| ·luxS在TX1中的过量表达分析 | 第45-47页 |
| ·luxS的启动子(P_(luxS))在TX1体内的活性分析 | 第47-49页 |
| ·TX1在不同培养条件下的AI-2活性分析 | 第49页 |
| ·E.coli CRP对P_(luxS)活性的影响 | 第49-51页 |
| ·凝胶滞缓实验(Gel electrophoresis mobility shift assay,EMSA) | 第51-57页 |
| ·实验结果 | 第57-61页 |
| ·luxS基因在不同生长时期和不同培养条件下的表达 | 第57-59页 |
| ·P_(luxS)在TX1中的活性也受生长条件的影响 | 第59页 |
| ·glucose对luxS表达的影响是通过cAMP-CRP复合物介导的 | 第59-61页 |
| ·讨论 | 第61-62页 |
| 第五章 TX1中luxS表达的反义RNA干扰 | 第62-74页 |
| ·材料和方法 | 第63-68页 |
| ·实验材料 | 第63页 |
| ·实验方法 | 第63-68页 |
| ·TX1/pJR18菌株的构建 | 第63-64页 |
| ·AI-2活性分析 | 第64页 |
| ·TX1/pJR18和TX1/pJRA生长状况的差异 | 第64-65页 |
| ·TX1/pJR18和TX1/pJRA对牙鲆致病力的比较 | 第65-66页 |
| ·TX1/pJR18和TX1/pJRA毒力因子表达的差异 | 第66-67页 |
| ·TX1/pJR18和TX1/pJRA生物膜形成能力的比较 | 第67-68页 |
| ·实验结果 | 第68-73页 |
| ·对AI-2活性的影响 | 第68-69页 |
| ·对生长的影响 | 第69-70页 |
| ·对致病力的影响 | 第70-72页 |
| ·对毒力基因表达和生物膜形成的影响 | 第72-73页 |
| ·讨论 | 第73-74页 |
| 第六章 TX1 LuxS/AI-2系统人工阻遏子的筛选 | 第74-86页 |
| ·材料和方法 | 第75-81页 |
| ·实验材料 | 第75页 |
| ·实验方法 | 第75-81页 |
| ·LuxS活性位点的突变 | 第75-76页 |
| ·突变子对野生型LuxS活性的影响 | 第76页 |
| ·TX1/pJR5411的构建 | 第76-78页 |
| ·TX1/pJR5411的AI-2活性分析和生长情况检测 | 第78页 |
| ·Bio-5411与LuxS蛋白的结合 | 第78页 |
| ·His pull-down检测5411和LuxS蛋白的结合 | 第78-79页 |
| ·TX1/pJR5411和TX1/pJRA对牙鲆致病力的比较 | 第79-80页 |
| ·TX1/pJR5411和TX1/pJRA毒力因子表达的差异 | 第80页 |
| ·FP3/pT5411的构建 | 第80-81页 |
| ·DH5α/pJR5411与FP3/pT5411中5411的分泌 | 第81页 |
| ·FP3/pT5411对TX1毒力的影响 | 第81页 |
| ·实验结果 | 第81-84页 |
| ·luxS突变子的AI-2活性及其和5411对野生型luxS活性的影响 | 第81-82页 |
| ·His pull-down证实Bio-5411可以和LuxS特异结合 | 第82-83页 |
| ·TX1/p5411对牙鲆的感染力显著下降 | 第83页 |
| ·DH5α/p5411和FP3/p5411可以分泌5411,并能被TX1吸收 | 第83-84页 |
| ·FP3/pT5411对TX1毒力的影响 | 第84页 |
| ·讨论 | 第84-86页 |
| 结论 | 第86-87页 |
| 参考文献 | 第87-96页 |
| 缩略词表 | 第96-97页 |
| 博士期间发表的论文和申请的专利 | 第97-98页 |
| 致谢 | 第98页 |
