| 论文Ⅰ 人CD59分子联合ILY在小鼠体内特异性清除靶细胞方法的建立及其应用 | 第12-112页 |
| 中文摘要 | 第12-24页 |
| 英文摘要 | 第24-35页 |
| 符号说明 | 第35-37页 |
| 第一章 ihCD59小鼠和细胞特异性Cre/hCD59双转基因小鼠的制备 | 第37-58页 |
| 前言 | 第37-44页 |
| 一、常用的体内清除靶细胞的方法 | 第38-40页 |
| 二、人CD59分子联合ILY介导的体内靶细胞清除 | 第40-41页 |
| 三、利用Cre/LoxP系统建立条件性表达人CD59的转基因小鼠及其优势 | 第41-43页 |
| 四、研究目的 | 第43-44页 |
| 材料 | 第44-46页 |
| 方法 | 第46-52页 |
| 一、Lox-Stop-Lox-hCD59转基因小鼠的建立 | 第46-47页 |
| 二、Cre~+ihCD59~+双转基因小鼠的产生 | 第47-48页 |
| 三、免疫组化和免疫荧光染色 | 第48-51页 |
| 四、流式细胞分析 | 第51-52页 |
| 五、统计学方法 | 第52页 |
| 结果 | 第52-56页 |
| 一、获得ihCD59转基因小鼠 | 第52-53页 |
| (一) 构建了Lox-Stop-Lox-hCD59重组表达载体 | 第52-53页 |
| (二) 制备了ihCD59转基因小鼠 | 第53页 |
| 二、获得系统和细胞特异性表达Cre和hCD59的双转基因小鼠 | 第53-56页 |
| (一) 获得系统表达hCD59的转基因小鼠并检验hCD59在小鼠各个器官的表达水平 | 第53页 |
| (二) 获得多种细胞特异性表达hCD59的转基因小鼠 | 第53-56页 |
| 讨论 | 第56-57页 |
| 创新点和限制性 | 第57页 |
| 小结 | 第57-58页 |
| 第二章 ILY/ihCD59介导的靶细胞清除方法在生理和病理条件下的的应用 | 第58-82页 |
| 前言 | 第58-61页 |
| 一、实验中使用的疾病模型 | 第58-60页 |
| (一) 急肝损伤模型 | 第58-59页 |
| (二) 自身免疫性脑脊髓炎 | 第59页 |
| (三) 中枢神经系统的损伤及修复 | 第59-60页 |
| 二、ILY和hCD59介导的细胞杀伤 | 第60-61页 |
| 三、研究目的 | 第61页 |
| 材料 | 第61-62页 |
| 方法 | 第62-67页 |
| 一、ILY的制备、活力测定和药理学性质测定 | 第62-63页 |
| 二、ILY清除小鼠体内hCD59阳性的靶细胞 | 第63-64页 |
| 三、流式细胞分析术 | 第64页 |
| 四、免疫组化染色和免疫荧光染色 | 第64页 |
| 五、小鼠急性肝损伤模型的建立 | 第64页 |
| 六、EAE模型的建立 | 第64-65页 |
| 七、脑损伤模型的建立 | 第65页 |
| 八、脊髓损伤模型的建立 | 第65-66页 |
| 九、单核细胞过继转移 | 第66页 |
| 十、BrdU标记法 | 第66页 |
| 十一、ELISA | 第66页 |
| 十二、生化指标检测 | 第66-67页 |
| 十三、统计分析 | 第67页 |
| 结果 | 第67-76页 |
| 一、ILY的制备及活力测定和药理学特性测定 | 第67-68页 |
| (一) ILY的制备及活力测定 | 第67页 |
| (二) 鉴定ILY的药理学特征 | 第67页 |
| (三) 在体外检测胆固醇对ILY作用的影响 | 第67-68页 |
| 二、ILY/ihCD59介导的靶细胞清除方法在生理条件下的应用 | 第68-73页 |
| (一) 生理状态下ILY对免疫系统靶细胞的清除 | 第68-71页 |
| (二) 生理状态下ILY对实质器官中细胞的清除及细胞再生的影响 | 第71-73页 |
| 三、ILY/ihCD59介导的靶细胞清除方法在病理条件下的应用 | 第73-76页 |
| (一) 免疫细胞清除与急性肝损伤 | 第73-74页 |
| (二) 清除T细胞、B细胞和髓系细胞对实验性自身免疫性脑脊髓炎的影响 | 第74-75页 |
| (三) 清除星形胶质细胞对中枢神经系统损伤后修复的影响 | 第75-76页 |
| 讨论 | 第76-81页 |
| 创新点和限制性 | 第81页 |
| 小结 | 第81-82页 |
| 附图表 | 第82-106页 |
| 参考文献 | 第106-112页 |
| 论文Ⅱ 3-甲基腺嘌呤对小鼠动脉粥样硬化斑块的抑制作用及相关机制 | 第112-155页 |
| 中文摘要 | 第112-118页 |
| 英文摘要 | 第118-125页 |
| 符号说明 | 第125-126页 |
| 前言 | 第126-129页 |
| 一、动脉粥样硬化的发生和发展 | 第127-128页 |
| 二、自噬及其和动脉粥样硬化的关系 | 第128-129页 |
| 三、自噬已成为抗动脉粥样硬化药物研发的靶点 | 第129页 |
| 四、3-甲基腺嘌呤和自噬 | 第129页 |
| 五、研究目的 | 第129页 |
| 材料 | 第129-132页 |
| 方法 | 第132-138页 |
| 一、动脉粥样硬化的诱导和体内干预 | 第132页 |
| 二、收集小鼠组织和制备冰冻切片 | 第132页 |
| 三、主动脉大体染色 | 第132页 |
| 四、免疫组化染色 | 第132页 |
| 五、油红O染色 | 第132-133页 |
| 六、Tunnel染色 | 第133页 |
| 七、Realtime PCR | 第133-134页 |
| 八、细胞实验 | 第134-136页 |
| 九、免疫荧光染色 | 第136页 |
| 十、Western blotting | 第136-137页 |
| 十一、小鼠临床生化指标检测 | 第137页 |
| 十二、统计分析 | 第137-138页 |
| 结果 | 第138-141页 |
| 一、3-MA在动脉粥样硬化形成和发展的作用 | 第138-139页 |
| (一) 低剂量水溶性的3-MA体内应用对小鼠无明显的毒副作用 | 第138页 |
| (二) 3-MA抑制了动脉粥样硬化的形成 | 第138页 |
| (三) 3-MA对动脉粥样硬化斑块的稳定性具有促进作用 | 第138-139页 |
| 二、研究3-MA抑制动脉粥样硬化形成和发展的可能机制 | 第139-141页 |
| (一) 3-MA在高脂环境中促进了巨噬细胞的自噬 | 第139-140页 |
| (二) 3-MA对巨噬细胞泡沫化和细胞活性的影响 | 第140页 |
| (三) 3-MA促进炎症抑制性细胞因子的表达 | 第140-141页 |
| 讨论 | 第141-143页 |
| 创新点和限制性 | 第143-144页 |
| 小结 | 第144页 |
| 附图表 | 第144-151页 |
| 参考文献 | 第151-155页 |
| 致谢 | 第155-156页 |
| 攻读学位期间发表的学术论文目录 | 第156-157页 |
| 英文论著Ⅰ | 第157-177页 |
| 英文论著Ⅱ | 第177-191页 |
| 学位论文评阅及答辩情况表 | 第191页 |
