| 符号说明 | 第4-8页 |
| 中文摘要 | 第8-10页 |
| Abstract | 第10-11页 |
| 1 前言 | 第12-31页 |
| 1.1 子宫与植物性神经 | 第12-15页 |
| 1.1.1 哺乳动物子宫的结构与功能 | 第12-15页 |
| 1.1.2 子宫的植物性神经 | 第15页 |
| 1.2 Wnt信号通路 | 第15-24页 |
| 1.2.1 Wnt家族 | 第15-18页 |
| 1.2.1.1 Wnt及其受体 | 第15-16页 |
| 1.2.1.3 结肠腺瘤样息肉病蛋白 | 第16页 |
| 1.2.1.4 轴蛋白 | 第16-17页 |
| 1.2.1.5 糖原合成酶激酶3β | 第17页 |
| 1.2.1.6 T细胞转录因子/淋巴样增强因子 | 第17页 |
| 1.2.1.7 下游靶基因 | 第17-18页 |
| 1.2.2 非经典信号通路 | 第18页 |
| 1.2.2.1 Wnt/Ca~(2+)通路 | 第18页 |
| 1.2.2.2 Wnt/平面细胞极性通路(Wnt/PCP通路) | 第18页 |
| 1.2.3 经典信号通路(Wnt/β-catenin通路) | 第18-19页 |
| 1.2.3.1 经典信号通路组成 | 第18页 |
| 1.2.3.2 通路反应 | 第18-19页 |
| 1.2.4 Wnt信号通路与哺乳动物的生殖 | 第19-22页 |
| 1.2.4.1 Wnt信号通路与生殖系统早期发育 | 第19-20页 |
| 1.2.4.2 发情周期及妊娠中的Wnt信号通路 | 第20-22页 |
| 1.2.5 Wnt信号通路与动物的胚胎发育及肿瘤发生 | 第22-24页 |
| 1.2.5.1 早期胚胎发育与肿瘤发生的相似性 | 第22-23页 |
| 1.2.5.2 Wnt信号通路在胚胎发育与肿瘤发生过程中的作用 | 第23-24页 |
| 1.3 β-catenin的研究进展 | 第24-27页 |
| 1.3.1 β-catenin的结构与功能 | 第24-25页 |
| 1.3.2 β-catenin与胚胎发育及肿瘤发生 | 第25-27页 |
| 1.4 Wnt-1的研究进展 | 第27-29页 |
| 1.4.1 Wnt及Wnt-1的发现与功能 | 第27-28页 |
| 1.4.2 Wnt-1与胚胎发育及肿瘤发生 | 第28-29页 |
| 1.5 胚胎着床与子宫内膜容受性 | 第29-30页 |
| 1.6 本研究的目的和意义 | 第30-31页 |
| 2 材料与方法 | 第31-40页 |
| 2.1 试验材料 | 第31-33页 |
| 2.1.1 试验动物 | 第31-32页 |
| 2.1.2 主要试剂和试验用品 | 第32-33页 |
| 2.1.2.1 试验主要试剂及来源 | 第32页 |
| 2.1.2.2 主要的试验仪器 | 第32-33页 |
| 2.1.2.3 主要生物学数据库和相关生物学软件 | 第33页 |
| 2.2 观察雌性大鼠发情规律变化 | 第33-34页 |
| 2.3 交感神经损毁情况检测 | 第34页 |
| 2.4 免疫组织化学方法检测子宫β-catenin和Wnt-1蛋白的阳性分布 | 第34-35页 |
| 2.4.1 切片标本制备 | 第34页 |
| 2.4.2 HE染色 | 第34-35页 |
| 2.4.3 免疫组织化学方法的具体步骤 | 第35页 |
| 2.4.4 免疫组织化学方法结果统计 | 第35页 |
| 2.5 Western blot法测定大鼠子宫中β-catenin和Wnt-1蛋白的含量 | 第35-37页 |
| 2.5.1 总蛋白的提取 | 第35-36页 |
| 2.5.2 总蛋白的浓度测定 | 第36页 |
| 2.5.3 考马斯亮蓝染色确定蛋白质上样量 | 第36页 |
| 2.5.4 Western blot方法的具体步骤 | 第36-37页 |
| 2.5.5 Western blot的结果统计 | 第37页 |
| 2.6 实时荧光定量法测定β-catenin mRNA、Wnt-1 mRNA相对表达量 | 第37-40页 |
| 2.6.1 总RNA的提取 | 第37页 |
| 2.6.2 提取的总RNA质量鉴定 | 第37页 |
| 2.6.3 引物设计及RT-PCR扩增 | 第37-40页 |
| 2.6.3.1 引物的设计合成 | 第37-38页 |
| 2.6.3.2 反转录反应 | 第38页 |
| 2.6.3.3 PCR 反应 | 第38-39页 |
| 2.6.3.4 RT-PCR产物的分析 | 第39页 |
| 2.6.3.5 RT-PCR的条件优化 | 第39页 |
| 2.6.3.6 RT-PCR数据的统计分析 | 第39-40页 |
| 3 结果及分析 | 第40-56页 |
| 3.1 不同剂量6-OHDA对支配子宫的交感神经损毁程度的观察结果 | 第40页 |
| 3.2 神经损毁对子宫着床点和排卵点的影响 | 第40-41页 |
| 3.3 神经损毁对子宫组织结构的影响 | 第41-43页 |
| 3.4 β-catenin和Wnt-1免疫阳性细胞在子宫内的分布规律 | 第43-50页 |
| 3.4.1 β-catenin免疫阳性细胞在子宫内的分布规律 | 第43-47页 |
| 3.4.2 Wnt-1免疫阳性细胞在子宫内的分布规律 | 第47-50页 |
| 3.5 β-catenin和Wnt-1表达的Western Blot分析 | 第50-53页 |
| 3.6 β-catenin和Wnt-1表达的qRT-PCR检测 | 第53-56页 |
| 3.6.1 熔解曲线分析 | 第53页 |
| 3.6.2 总RNA及qRT-PCR产物验证 | 第53-54页 |
| 3.6.3 β-catenin和Wnt-1 mRNA表达的变化 | 第54-56页 |
| 4 讨论 | 第56-60页 |
| 4.1 植物性神经损毁对子宫腺体的影响 | 第56页 |
| 4.2 植物性神经损毁对子宫中β-catenin和Wnt-1的影响 | 第56-58页 |
| 4.3 6-羟多巴胺最佳剂量确定 | 第58-60页 |
| 5 结论 | 第60-61页 |
| 参考文献 | 第61-71页 |
| 致谢 | 第71页 |
