| 摘要 | 第4-7页 |
| ABSTRACT | 第7-10页 |
| 缩略词表 | 第13-14页 |
| 第一章 绪论 | 第14-21页 |
| 1.1 SLE与衰老 | 第14-16页 |
| 1.2 SLE与MDSCs | 第16-17页 |
| 1.3 SLE与NRF2 | 第17-19页 |
| 1.4 SLE与DHA | 第19-21页 |
| 第二章 DHA通过影响MDSCS的聚焦从而改善狼疮肾炎 | 第21-32页 |
| 2.1 引言 | 第21-22页 |
| 2.2 实验材料 | 第22-23页 |
| 2.2.1 实验对象 | 第22页 |
| 2.2.2 主要实验试剂 | 第22页 |
| 2.2.3 主要实验仪器 | 第22-23页 |
| 2.3 主要实验方法 | 第23-27页 |
| 2.3.1细胞凋亡检测 | 第23页 |
| 2.3.2 酶联免疫吸附法(ELISA)检测BALB/C小鼠的尿蛋白水平 | 第23页 |
| 2.3.3 酶联免疫吸附法(ELISA)检测BALB/C小鼠的血清中anti-IgM | 第23-24页 |
| 2.3.4 尿素氮的检测 | 第24页 |
| 2.3.5 BALB/C小鼠肾脏HE染色 | 第24页 |
| 2.3.6 小鼠脾脏细胞的获取 | 第24页 |
| 2.3.7 提取总RNA | 第24-25页 |
| 2.3.8 荧光定量PCR分析基因mRNA水平 | 第25-26页 |
| 2.3.9 流式细胞术检测 | 第26页 |
| 2.3.10 小鼠模型 | 第26-27页 |
| 2.3.11数据统计方法 | 第27页 |
| 2.4 主要实验结果 | 第27-30页 |
| 2.4.1 检测DHA对角鲨烷诱导BALB/C小鼠的症状改善情况 | 第27-29页 |
| 2.4.2 检测DHA对角鲨烷诱导的狼疮小鼠中不同组织MDSCs的数量变化 | 第29-30页 |
| 2.5 讨论 | 第30-32页 |
| 第三章 DHA通过延缓MDSCS的衰老从而改善狼疮小鼠的症状 | 第32-39页 |
| 3.1 引言 | 第32-33页 |
| 3.2 实验材料 | 第33-34页 |
| 3.2.1 实验对象 | 第33页 |
| 3.2.2 主要实验试剂 | 第33页 |
| 3.2.3 主要实验仪器 | 第33-34页 |
| 3.3 实验方法 | 第34-36页 |
| 3.3.1 小鼠骨髓MDSCs细胞的获取 | 第34页 |
| 3.3.2 小鼠骨髓MDSCs的分离与培养 | 第34页 |
| 3.3.3 提取总RNA | 第34页 |
| 3.3.4 反转录及QPCR | 第34-35页 |
| 3.3.5 western blot检测蛋白表达水平 | 第35页 |
| 3.3.6 衰老相关的β-半乳糖苷酶活性检测 | 第35-36页 |
| 3.4 主要实验结果 | 第36-37页 |
| 3.4.1 DHA可以延缓BALB/C小鼠发病组BM-MDSCs细胞的衰老 | 第36-37页 |
| 3.4.2 DHA通过激活狼疮小鼠的Nrf2/HO-1通路延缓MDSCs的衰老 | 第37页 |
| 3.5 讨论 | 第37-39页 |
| 第四章 体外水平探索DHA延缓R848刺激的MDSCS衰老的机制 | 第39-45页 |
| 4.1 引言 | 第39页 |
| 4.2 实验材料 | 第39-40页 |
| 4.2.1 实验对象 | 第39-40页 |
| 4.2.2 主要实验试剂 | 第40页 |
| 4.3 实验方法 | 第40-42页 |
| 4.3.1 小鼠骨髓MDSCs的体外诱导 | 第40-41页 |
| 4.3.2 提取总RNA | 第41页 |
| 4.3.3 流式细胞术 | 第41页 |
| 4.3.4 反转录及QPCR | 第41页 |
| 4.3.5 western blot检测蛋白表达水平 | 第41页 |
| 4.3.6 衰老相关的β-半乳糖苷酶活性检测 | 第41-42页 |
| 4.3.7 细胞模型 | 第42页 |
| 4.4 主要实验结果 | 第42-44页 |
| 4.4.1 体外水平探索DHA延缓R848组MDSCs衰老的机制 | 第42-44页 |
| 4.5 讨论 | 第44-45页 |
| 结论 | 第45-46页 |
| 参考文献 | 第46-54页 |
| 研究生期间发表及待发表论文列表 | 第54-55页 |
| 致谢 | 第55-56页 |
