| 摘要 | 第9-10页 |
| ABSTRACT | 第10-11页 |
| 第1章 绪论 | 第12-21页 |
| 1.1 植物对盐胁迫的响应及耐盐机制 | 第12-15页 |
| 1.1.1 SOS 信号通路 | 第12-13页 |
| 1.1.2 液泡膜 Na~+/H~+逆向转运蛋白 NHX1 | 第13-14页 |
| 1.1.3 盐生植物的耐盐机制 | 第14-15页 |
| 1.2 植物液泡膜 Na~+/H~+逆向转运蛋白研究进展 | 第15-16页 |
| 1.2.1 液泡膜 Na~+/H~+逆向转运蛋白的结构 | 第15页 |
| 1.2.2 液泡膜 Na~+/H~+逆向转运蛋白在植物耐盐中的分子机理 | 第15-16页 |
| 1.3 矮牵牛花色研究 | 第16-18页 |
| 1.3.1 影响矮牵牛花色的因素 | 第16页 |
| 1.3.2 矮牵牛花色的遗传调控 | 第16页 |
| 1.3.3 利用基因工程的方法改变矮牵牛花色的策略 | 第16-17页 |
| 1.3.4 研究前景 | 第17-18页 |
| 1.4 农杆菌介导法在遗传转化中的应用 | 第18页 |
| 1.4.1 农杆菌介导转化法的优点 | 第18页 |
| 1.4.2 农杆菌介导转化法的原理 | 第18页 |
| 1.4.3 影响农杆菌介导转化的因素 | 第18页 |
| 1.5 本研究的目的和意义 | 第18-19页 |
| 1.6 本研究的技术路线及主要实验内容 | 第19-21页 |
| 第2章 矮牵牛的遗传转化及分子检测 | 第21-31页 |
| 2.1 试验材料 | 第21-23页 |
| 2.1.1 植物材料 | 第21页 |
| 2.1.2 质粒和菌株 | 第21-22页 |
| 2.1.3 培养基 | 第22页 |
| 2.1.4 主要生化试剂 | 第22页 |
| 2.1.5 引物 | 第22页 |
| 2.1.6 实验仪器设备 | 第22-23页 |
| 2.2 试验方法 | 第23-26页 |
| 2.2.1 质粒 DNA 中量提取 | 第23页 |
| 2.2.2 质粒双酶切及纯化 | 第23-24页 |
| 2.2.3 根癌农杆菌的转化 | 第24页 |
| 2.2.3.1 农杆菌感受态细胞的制备 | 第24页 |
| 2.2.3.2 冻融法转化农杆菌感受态细胞 | 第24页 |
| 2.2.4 目的基因转化矮牵牛 | 第24-25页 |
| 2.2.4.1 农杆菌转化液的制备 | 第24页 |
| 2.2.4.2 基因转化前无菌再生体系的建立 | 第24页 |
| 2.2.4.3 侵染矮牵牛叶片 | 第24-25页 |
| 2.2.4.4 获得再生芽及栽培 | 第25页 |
| 2.2.5 转化植株的 PCR 鉴定 | 第25-26页 |
| 2.2.5.1 植物基因组 DNA 的提取 | 第25页 |
| 2.2.5.2 PCR 检测 | 第25-26页 |
| 2.3 结果与分析 | 第26-29页 |
| 2.3.1 质粒提取及双酶切验证 | 第26页 |
| 2.3.2 转化后根癌农杆菌的鉴定 | 第26页 |
| 2.3.3 矮牵牛无菌再生体系的建立 | 第26-27页 |
| 2.3.4 TvNHX1 基因对矮牵牛的遗传转化 | 第27-28页 |
| 2.3.5 转化植株的分子鉴定 | 第28-29页 |
| 2.4 讨论 | 第29-30页 |
| 2.4.1 矮牵牛再生体系的建立 | 第29-30页 |
| 2.4.1.1 外植体的选择 | 第29页 |
| 2.4.1.2 培养基和培养条件的选择 | 第29页 |
| 2.4.1.3 组培苗的移栽培养 | 第29-30页 |
| 2.5 本章小结 | 第30-31页 |
| 第3章 盐胁迫下转 TvNHX1 基因矮牵牛生理指标分析 | 第31-48页 |
| 3.1 材料与方法 | 第31-35页 |
| 3.1.1 试验材料 | 第31页 |
| 3.1.2 主要仪器设备 | 第31页 |
| 3.1.3 试验方法 | 第31-35页 |
| 3.1.3.1 可溶性蛋白含量的测定 | 第31-32页 |
| 3.1.3.2 超氧化物歧化酶（SOD）活性的测定 | 第32-33页 |
| 3.1.3.3 过氧化氢酶（CAT）活性的测定 | 第33页 |
| 3.1.3.4 过氧化物酶（POD）活性的测定 | 第33-34页 |
| 3.1.3.5 丙二醛（MDA）含量的测定 | 第34页 |
| 3.1.3.6 Na~+、K~+、Ca~(2+)、Mg~(2+)含量的测定 | 第34-35页 |
| 3.2 数据处理 | 第35页 |
| 3.3 结果与分析 | 第35-44页 |
| 3.3.1 转 TvNHX1 基因矮牵牛可溶性蛋白含量变化 | 第35-36页 |
| 3.3.2 转 TvNHX1 基因矮牵牛超氧化物歧化酶（SOD）活性变化 | 第36-38页 |
| 3.3.3 转 TvNHX1 基因矮牵牛过氧化氢酶（CAT）活性变化 | 第38-40页 |
| 3.3.4 转 TvNHX1 基因矮牵牛过氧化物酶（POD）活性变化 | 第40-41页 |
| 3.3.5 转 TvNHX1 基因矮牵牛丙二醛（MDA）含量变化 | 第41-43页 |
| 3.3.6 转 TvNHX1 基因矮牵牛 Na~+、K~+、Ca~(2+)、Mg~(2+)含量变化 | 第43-44页 |
| 3.4 讨论 | 第44-47页 |
| 3.5 本章小结 | 第47-48页 |
| 第4章 盐胁迫下转 TvNHX1 基因矮牵牛耐盐基因的表达 | 第48-58页 |
| 4.1 试验材料 | 第48-49页 |
| 4.1.1 植物材料 | 第48页 |
| 4.1.2 主要试剂 | 第48页 |
| 4.1.3 引物 | 第48-49页 |
| 4.1.4 主要仪器设备 | 第49页 |
| 4.2 试验方法 | 第49-51页 |
| 4.2.1 盐胁迫下转 TvNHX1 基因矮牵牛 RT-PCR 分析 | 第49-51页 |
| 4.2.1.1 NaCl 胁迫处理 | 第49页 |
| 4.2.1.2 植物总 RNA 的提取 | 第49-50页 |
| 4.2.1.3 DNase I（RNase Free）消化总 RNA | 第50页 |
| 4.2.1.4 cDNA 第一条链合成 | 第50页 |
| 4.2.1.5 RT-PCR 反应 | 第50-51页 |
| 4.3 结果与分析 | 第51-56页 |
| 4.3.1 矮牵牛中 TvNHX1 和 SOD 基因半定量 RT-PCR 反应条件的优化 | 第51-53页 |
| 4.3.1.1 植物总 RNA 的检测 | 第51-52页 |
| 4.3.1.2 半定量 RT-PCR 反应条件的确定 | 第52-53页 |
| 4.3.2 盐胁迫下矮牵牛中 SOD 基因和 TvNHX1 基因的表达 | 第53-56页 |
| 4.3.2.1 不同浓度 NaCl 胁迫下 SOD 基因、TvNHX1 基因表达量 | 第53页 |
| 4.3.2.2 NaCl 胁迫不同时间下 SOD 基因、TvNHX1 基因表达量 | 第53-56页 |
| 4.4 讨论 | 第56-57页 |
| 4.4.1 盐胁迫下 SOD 基因在非转基因与转 TvNHX1 基因矮牵牛中表达 | 第56-57页 |
| 4.4.2 盐胁迫下 TvNHX1 基因在转基因矮牵牛中表达 | 第57页 |
| 4.5 本章小结 | 第57-58页 |
| 结论 | 第58-59页 |
| 参考文献 | 第59-68页 |
| 图版 | 第68-69页 |
| 图版说明 | 第69-70页 |
| 攻读学位期间发表的学术论文 | 第70-72页 |
| 致谢 | 第72页 |
