| 摘要 | 第1-5页 |
| Abstract | 第5-11页 |
| 第一章 前言 | 第11-26页 |
| 1 马铃薯种质资源遗传多样性的意义 | 第11-12页 |
| 2 马铃薯种质资源保存的研究 | 第12-14页 |
| ·马铃薯种质资源保存的主要方法 | 第12-14页 |
| ·种子保存法 | 第12页 |
| ·块茎保存法 | 第12页 |
| ·田间种植保存法 | 第12-13页 |
| ·试管苗保存法 | 第13页 |
| ·离体超低温保存法 | 第13-14页 |
| ·马铃薯种质资源超低温保存的研究进展 | 第14页 |
| 3 玻璃化法超低温保存园艺植物茎尖技术 | 第14-18页 |
| ·玻璃化法保存植物材料的原理 | 第14-15页 |
| ·茎尖培养时期的选择 | 第15页 |
| ·预培养 | 第15-16页 |
| ·预处理 | 第16页 |
| ·冰冻保护剂的选择 | 第16-17页 |
| ·解冻和洗涤 | 第17页 |
| ·茎尖的再培养及保存效果的评价 | 第17-18页 |
| 4 体细胞无性系变异的研究 | 第18-22页 |
| ·体细胞无性系变异的来源及其产生机理 | 第18-19页 |
| ·体细胞无性系变异的影响因素 | 第19-20页 |
| ·所用材料 | 第19-20页 |
| ·离体培养时间 | 第20页 |
| ·生长调节物质 | 第20页 |
| ·再生植株遗传变异的检测方法 | 第20-22页 |
| ·形态学标记 | 第20-21页 |
| ·细胞学标记 | 第21页 |
| ·分子标记 | 第21-22页 |
| 5 SRAP标记技术 | 第22-24页 |
| ·SRAP标记的原理 | 第22页 |
| ·SRAP标记的技术流程 | 第22-23页 |
| ·SRAP-PCR扩增 | 第22-23页 |
| ·产物的凝胶电泳分析 | 第23页 |
| ·SRAP标记的应用 | 第23-24页 |
| ·遗传多样性分析 | 第23页 |
| ·遗传图谱的构建 | 第23-24页 |
| ·比较基因组学 | 第24页 |
| ·重要性状的标记 | 第24页 |
| 6 本研究的目的和意义 | 第24-26页 |
| 第二章 玻璃化法保存马铃薯茎尖体系的建立 | 第26-40页 |
| 1 材料与方法 | 第26-28页 |
| ·试验材料 | 第26页 |
| ·试验仪器和试剂 | 第26页 |
| ·试验设计 | 第26-27页 |
| ·试验基本操作过程 | 第27页 |
| ·试验方法 | 第27-28页 |
| ·试管苗的培养时间 | 第27页 |
| ·茎尖的预培养 | 第27-28页 |
| ·茎尖的预处理 | 第28页 |
| ·茎尖的处理 | 第28页 |
| ·不同玻璃化保护剂处理 | 第28页 |
| ·不同洗涤条件的处理 | 第28页 |
| ·不同恢复培养基的处理 | 第28页 |
| ·冻后茎尖成活率和再生率的统计 | 第28页 |
| 2 结果与分析 | 第28-36页 |
| ·试管苗的培养时间对解冻后茎尖成活率和再生率的影响 | 第28-30页 |
| ·不同浓度的蔗糖(或DMSO)预培养对解冻后茎尖成活率和再生率的影响 | 第30-31页 |
| ·60%PVS2预处理时间对解冻后茎尖成活率和再生率的影响 | 第31-32页 |
| ·PVS2处理时间对解冻后茎尖成活率和再生率的影响 | 第32页 |
| ·不同玻璃化保护剂对解冻后茎尖成活率和再生率的影响 | 第32-33页 |
| ·不同洗涤条件对解冻后茎尖成活率和再生率的影响 | 第33-34页 |
| ·不同恢复培养基对解冻后茎尖成活率和再生率的影响 | 第34-35页 |
| ·不同超低温保存体系对解冻后茎尖成活率和再生率的影响 | 第35-36页 |
| 3 讨论 | 第36-39页 |
| ·预培养对解冻后茎尖成活率和再生率的影响 | 第36-37页 |
| ·冰冻保护剂对解冻后茎尖成活率和再生率的影响 | 第37页 |
| ·解冻和洗涤方式对解冻后茎尖成活率和再生率的影响 | 第37-38页 |
| ·恢复培养基及培养条件对解冻后茎尖成活率和再生率的影响 | 第38页 |
| ·材料培养再生及其形态发生 | 第38-39页 |
| ·影响超低温保存后茎尖成活率和再生率提高的因素 | 第39页 |
| 4 小结 | 第39-40页 |
| 第三章 再生植株遗传稳定性的分析 | 第40-54页 |
| 1 材料与方法 | 第40-44页 |
| ·试验材料 | 第40页 |
| ·试验仪器和试剂 | 第40-41页 |
| ·试验方法 | 第41-44页 |
| ·CTAB法提取幼苗基因组DNA | 第41页 |
| ·基因组DNA质量的检测 | 第41-42页 |
| ·SRAP-PCR反应体系的优化 | 第42页 |
| ·变性聚丙烯酰胺凝胶电泳方法 | 第42-43页 |
| ·引物的筛选 | 第43-44页 |
| ·数据的处理 | 第44页 |
| 2 结果与分析 | 第44-52页 |
| ·CTAB法提取幼苗基因组DNA的质量 | 第44-45页 |
| ·SRAP-PCR反应体系 | 第45-47页 |
| ·引物筛选 | 第47-48页 |
| ·再生植株遗传稳定性的分析 | 第48-52页 |
| 3 讨论 | 第52-54页 |
| ·基因组DNA的质量 | 第52页 |
| ·SRAP-PCR反应体系 | 第52页 |
| ·再生植株的遗传稳定性 | 第52-54页 |
| 第四章 全文结论 | 第54-56页 |
| 1 建立了适合大西洋茎尖玻璃化法超低温保存的体系 | 第54页 |
| 2 CTAB微量提取幼苗DNA的方法适合SRAP分析 | 第54页 |
| 3 初步对超低温保存后再生植株的遗传稳定性进行了研究 | 第54-56页 |
| 参考文献 | 第56-62页 |
| 附录1 | 第62-63页 |
| 附录2 | 第63-65页 |
| 附录3 | 第65-66页 |
| 致谢 | 第66-67页 |
| 作者简介 | 第67页 |
