| 中文摘要 | 第9-11页 |
| ABSTRACT | 第11-12页 |
| 1 前言 | 第14-25页 |
| 1.1 研究问题的由来 | 第14-15页 |
| 1.2 文献综述 | 第15-23页 |
| 1.2.1 骨质疏松症 | 第15-19页 |
| 1.2.1.1 骨质疏松症概述 | 第15-16页 |
| 1.2.1.2 骨组织结构 | 第16-18页 |
| 1.2.1.3 骨质疏松症发病机制 | 第18-19页 |
| 1.2.2 MTs和STMN1 | 第19-23页 |
| 1.2.2.1 MTs结构 | 第19页 |
| 1.2.2.2 STMN1 | 第19-21页 |
| 1.2.2.3 MTs参与调节Hedgehog信号通路 | 第21-22页 |
| 1.2.2.4 MTs和Gli蛋白调节BMP2基因在成骨细胞的表达 | 第22-23页 |
| 1.3 本研究目的 | 第23-25页 |
| 2 材料与方法 | 第25-50页 |
| 2.1 质粒构建及大量制备 | 第25-26页 |
| 2.1.1 实验材料 | 第25页 |
| 2.1.2 实验方法 | 第25-26页 |
| 2.2 细胞的培养 | 第26-31页 |
| 2.2.1 实验材料 | 第26-27页 |
| 2.2.1.1 细胞 | 第26-27页 |
| 2.2.1.2 试剂 | 第27页 |
| 2.2.2 实验方法 | 第27-31页 |
| 2.2.2.1 常规细胞的培养 | 第27-28页 |
| 2.2.2.2 小鼠原代颅骨细胞向成骨细胞分化刺激的培养 | 第28-29页 |
| 2.2.2.3 小鼠骨髓细胞向成骨细胞分化刺激的培养 | 第29-31页 |
| 2.2.2.4 小鼠骨髓细胞向破细胞分化刺激的培养 | 第31页 |
| 2.3 实验动物 | 第31-33页 |
| 2.3.1 实验材料 | 第31页 |
| 2.3.2 实验方法 | 第31-33页 |
| 2.3.2.1 基因型鉴定 | 第32页 |
| 2.3.2.2 小鼠组织样本的制备 | 第32-33页 |
| 2.4 PiximusⅡ及Micro-CT | 第33-36页 |
| 2.4.1 实验材料 | 第33-34页 |
| 2.4.2 实验方法 | 第34-36页 |
| 2.4.2.1 PiximussⅡ小鼠X线双能骨密度仪 | 第34页 |
| 2.4.2.2 Micro-CT对骨骼微结构的测量 | 第34-36页 |
| 2.5 组织学观察 | 第36-41页 |
| 2.5.1 实验材料 | 第36-37页 |
| 2.5.2 实验方法 | 第37-41页 |
| 2.5.2.1 H&E染色 | 第37页 |
| 2.5.2.2 Von Kossa染色 | 第37-39页 |
| 2.5.2.3 Alizarin Res S染色 | 第39-40页 |
| 2.5.2.4 碱性磷酸酶染色 | 第40-41页 |
| 2.5.2.5 荧光标记(Double Labelling) | 第41页 |
| 2.6 荧光素酶报告基因检测 | 第41-43页 |
| 2.6.1 实验材料 | 第41页 |
| 2.6.2 实验方法 | 第41-43页 |
| 2.6.2.1 BMP2基因启动子分析 | 第41-42页 |
| 2.6.2.2 双荧光素酶检测 | 第42-43页 |
| 2.7 mRNA表达水平的研究 | 第43-44页 |
| 2.7.1 实验材料 | 第43页 |
| 2.7.2 实验方法 | 第43-44页 |
| 2.7.2.1 细胞及长骨中总RNA提取 | 第43-44页 |
| 2.7.2.2 定量PCR基因表达的分析 | 第44页 |
| 2.8 蛋白质表达水平研究 | 第44-46页 |
| 2.8.1 实验材料 | 第44-45页 |
| 2.8.2 实验方法 | 第45-46页 |
| 2.8.2.1 全蛋白制备 | 第45页 |
| 2.8.2.2 蛋白电泳 | 第45-46页 |
| 2.9 细胞存活率(MTT)测定 | 第46页 |
| 2.9.1 实验材料 | 第46页 |
| 2.9.2 实验方法 | 第46页 |
| 2.10 ELISA测定 | 第46-47页 |
| 2.10.1 实验材料 | 第46页 |
| 2.10.2 实验方法 | 第46-47页 |
| 2.11 免疫组织化学分析 | 第47-49页 |
| 2.11.1 实验材料 | 第47页 |
| 2.11.2 实验方法 | 第47-49页 |
| 2.12 免疫荧光分析 | 第49-50页 |
| 2.12.1 实验材料 | 第49页 |
| 2.12.2 实验方法 | 第49-50页 |
| 2.13 主要实验设备 | 第50页 |
| 3 结果与分析 | 第50-75页 |
| 3.1 STMN1基因缺失小鼠导致骨量的减少 | 第50-53页 |
| 3.1.1 PiximusⅡ分析 | 第50-51页 |
| 3.1.2 Micro-CT分析 | 第51-53页 |
| 3.2 骨组织形态学的分析 | 第53-55页 |
| 3.2.1 H&E染色 | 第54页 |
| 3.2.2 Von Kossas染色 | 第54-55页 |
| 3.2.3 Calcin&Alizarin双荧光标记 | 第55页 |
| 3.3 STMN1缺失抑制成骨细胞的分化 | 第55-60页 |
| 3.3.1 STMN1小鼠成骨细胞数量减少 | 第56页 |
| 3.3.2 STMN1缺失小鼠的原代细胞的变化 | 第56-58页 |
| 3.3.3 STMN1小鼠中典型成骨细胞因子的基因表达 | 第58-59页 |
| 3.3.4 MTs抑制药物对原代颅骨细胞碱性磷酸酶活性的影响 | 第59-60页 |
| 3.4 STMN1缺失后抑制Gli2和BMP2表达 | 第60-62页 |
| 3.4.1 STMN1缺失对GLi2和BMP2蛋白表达的影响 | 第60-61页 |
| 3.4.2 STMN1缺失后Gli2对BMP2启动子活性的影响 | 第61页 |
| 3.4.3 STMN1缺失小鼠的BMP2的表达 | 第61-62页 |
| 3.5 过表达STMN1可以促进成骨细胞的分化 | 第62-66页 |
| 3.5.1 MC3T3-E1细胞中过表达STMN1,显著增强成骨能力 | 第62-63页 |
| 3.5.2 原代骨髓细胞中过表达STMN1,显著增强成骨能力 | 第63-64页 |
| 3.5.3 过表达STMN1,可以在体内体外增强ALP活性 | 第64页 |
| 3.5.4 过表达STMN1上调成骨细胞标志基因的表达 | 第64页 |
| 3.5.5 过表达STMN1可以刺激细胞的增值 | 第64-66页 |
| 3.6 STMN1基因缺失抑制破骨细胞的生成 | 第66-70页 |
| 3.6.1 STMN1缺失导致破骨细胞的数量的增加 | 第66-67页 |
| 3.6.2 STMN1缺失增强破骨细胞标志基因的表达水平 | 第67-69页 |
| 3.6.3 免疫组织化学检测 | 第69-70页 |
| 3.7 过表达STMN1抑制破骨细胞的生成 | 第70-71页 |
| 3.7.1 STMN1过表达导致Raw264.7向破骨细胞分化的减少 | 第70页 |
| 3.7.2 STMN1过表达导致骨髓向破骨细胞分化的减少 | 第70-71页 |
| 3.8 STMN1对成骨和破骨细胞中MTs的结构的影响 | 第71-75页 |
| 3.8.1 过表达STMN1对成骨细胞中微管结构的影响 | 第71-72页 |
| 3.8.2 过表达STMN1对破骨细胞中微管结构的影响 | 第72-73页 |
| 3.8.3 STMN1缺失对成骨细胞中微管结构的影响 | 第73-74页 |
| 3.8.4 药物对STMN1缺失小鼠成骨细胞中微管结构的影响 | 第74-75页 |
| 4 讨论 | 第75-79页 |
| 4.1 STMN1基因对成骨细胞的调节 | 第75-76页 |
| 4.2 STMN1基因对其它细胞的调控 | 第76-77页 |
| 4.3 STMN1基因对MTs的调控机制 | 第77-78页 |
| 4.4 展望 | 第78-79页 |
| 5 小结 | 第79-81页 |
| 5.1 本研究的主要结论、创新点、意义 | 第79-80页 |
| 5.2 本研究的不足及进一步研究的内容 | 第80-81页 |
| 6 硕士和博士期间的其它工作 | 第81-84页 |
| 6.1 肌肉的全基因组信号通路关联分析 | 第81-82页 |
| 6.2 股骨颈压缩强度系数(CSI)的全基因关联分析 | 第82页 |
| 6.3 CREB:3.6Col-Cre Osteoblastic Conditional Knockout Mouse | 第82-83页 |
| 6.4 Gli2:3.6Col-Cre Osteoblastic Conditional Knockout Mouse | 第83页 |
| 6.5 参加执行武汉市科技攻关项目:分子标记辅助选择高产仔数种猪技术及其应用的研究 | 第83-84页 |
| 参考文献 | 第84-94页 |
| 附录 | 第94-99页 |
| 1 在读期间发表论文情况 | 第94-95页 |
| 2 在读期间参加的学术会议及所获奖项 | 第95-96页 |
| 3 个人简历 | 第96-99页 |
| 致谢 | 第99页 |
