| 摘要 | 第3-5页 |
| abstract | 第5-7页 |
| 第一章 前言 | 第11-23页 |
| 1.1 概述 | 第11-12页 |
| 1.2 极性荧光探针的机理 | 第12-15页 |
| 1.2.1 电荷转移(Charge Transfer) | 第12-13页 |
| 1.2.2 分子内质子转移(Intramolecular Proton Transfer) | 第13-14页 |
| 1.2.3 基态异构化(Ground-state Isomerization) | 第14-15页 |
| 1.2.4 分子间聚合(Aggregation) | 第15页 |
| 1.3 极性荧光探针的研究进展 | 第15-21页 |
| 1.3.1 基于萘的极性荧光探针 | 第15-17页 |
| 1.3.2 基于萘二甲酰亚胺的极性荧光探针 | 第17-18页 |
| 1.3.3 基于尼罗红的极性荧光探针 | 第18-19页 |
| 1.3.4 基于BODIPY的极性荧光探针 | 第19-20页 |
| 1.3.5 基于香豆素的极性荧光探针 | 第20-21页 |
| 1.4 双光子荧光显微技术 | 第21-23页 |
| 1.4.1 双光子吸收和双光子荧光探针 | 第21页 |
| 1.4.2 双光子荧光显微技术 | 第21-23页 |
| 第二章 一种溶酶体定位的双光子极性荧光探针及其在自噬过程中的研究 | 第23-53页 |
| 2.1 引言 | 第23-24页 |
| 2.2 目标探针Lyso-OC的设计 | 第24-25页 |
| 2.3 实验仪器及试剂 | 第25-27页 |
| 2.4 目标探针的合成及结构表征 | 第27-28页 |
| 2.4.1 荧光探针Lyso-OC的合成路线 | 第27页 |
| 2.4.2 荧光探针Lyso-OC的合成步骤及结构表征 | 第27-28页 |
| 2.5 光谱测试条件 | 第28-30页 |
| 2.5.1 测试溶液的配制 | 第28页 |
| 2.5.2 溶剂极性的测定 | 第28-29页 |
| 2.5.3 荧光量子产率的测定 | 第29页 |
| 2.5.4 双光子吸收截面的测定 | 第29-30页 |
| 2.6 生物测试 | 第30-33页 |
| 2.6.1 细胞毒性测试 | 第30页 |
| 2.6.2 溶酶体共定位双光子荧光显微成像 | 第30页 |
| 2.6.3 小鼠肝脏组织切片共聚焦双光子荧光显微成像 | 第30-31页 |
| 2.6.4 细胞培养以及共聚焦双光子荧光显微成像 | 第31页 |
| 2.6.5 扫描电镜(TEM)监测细胞自噬 | 第31-32页 |
| 2.6.6 蛋白免疫印迹(Western Blot)监测细胞自噬 | 第32-33页 |
| 2.7 结果与讨论 | 第33-52页 |
| 2.7.1 探针Lyso-OC在不同溶剂中的紫外吸收光谱和荧光发射光谱 | 第33-35页 |
| 2.7.2 探针Lyso-OC在不同溶剂中的荧光寿命 | 第35-36页 |
| 2.7.3 探针Lyso-OC在水-四氢呋喃混合溶剂体系中的紫外吸收光谱和荧光发射光谱 | 第36-37页 |
| 2.7.4 探针Lyso-OC在水-四氢呋喃混合溶剂体系中的荧光量子产率和荧光寿命 | 第37-38页 |
| 2.7.5 探针Lyso-OC在甲醇-四氢呋喃混合溶剂体系中的荧光发射光谱 | 第38-39页 |
| 2.7.6 探针Lyso-OC在水-四氢呋喃混合溶剂体系中的有效双光子截面积和双光子验证 | 第39-40页 |
| 2.7.7 探针Lyso-OC对极性的选择性 | 第40-42页 |
| 2.7.8 探针Lyso-OC的理论计算 | 第42-43页 |
| 2.7.9 探针Lyso-OC的细胞毒性测试 | 第43页 |
| 2.7.10 小鼠肝脏组织双光子荧光显微成像 | 第43-45页 |
| 2.7.11 溶酶体共定位荧光显微成像 | 第45-46页 |
| 2.7.12 溶酶体极性变化双光子荧光显微成像 | 第46-47页 |
| 2.7.13 扫描电镜(TEM)监测细胞自噬 | 第47-48页 |
| 2.7.14 蛋白免疫印迹(Western Blot)监测细胞自噬 | 第48-49页 |
| 2.7.15 自噬过程中溶酶体的极性变化 | 第49-50页 |
| 2.7.16 探针Lyso-OC监测细胞自噬的双光子荧光显微成像 | 第50-52页 |
| 2.8 本章总结 | 第52-53页 |
| 第三章 一种线粒体定位的双光子极性荧光探针的设计、合成及其性能研究 | 第53-72页 |
| 3.1 引言 | 第53-54页 |
| 3.2 目标探针Mito-OC的设计 | 第54页 |
| 3.3 实验仪器及试剂 | 第54-56页 |
| 3.4 目标探针的合成及结构表征 | 第56-57页 |
| 3.4.1 荧光探针(Mito-OC)的合成路线 | 第56-57页 |
| 3.4.2 荧光探针Mito-OC的合成步骤及结构表征 | 第57页 |
| 3.5 光谱测试条件 | 第57-59页 |
| 3.5.1 测试溶液的配制 | 第57-58页 |
| 3.5.2 溶剂极性的测定 | 第58页 |
| 3.5.3 荧光量子产率的测定 | 第58页 |
| 3.5.4 双光子吸收截面的测定 | 第58-59页 |
| 3.6 生物测试 | 第59-61页 |
| 3.6.1 细胞毒性测试 | 第59页 |
| 3.6.2 线粒体共定位双光子荧光显微成像 | 第59-60页 |
| 3.6.3 细胞培养以及共聚焦双光子荧光显微成像 | 第60页 |
| 3.6.4 活体斑马鱼共聚焦双光子荧光显微成像 | 第60-61页 |
| 3.7 结果与讨论 | 第61-71页 |
| 3.7.1 探针Mito-OC在不同溶剂中的紫外吸收光谱和荧光发射光谱 | 第61-62页 |
| 3.7.2 探针Mito-OC在水-1,4-二氧六环混合溶剂体系中的紫外吸收光谱和荧光发射光谱 | 第62-63页 |
| 3.7.3 探针Mito-OC在水-1,4-二氧六环混合溶剂体系中的荧光量子产率 | 第63-64页 |
| 3.7.4 探针Mito-OC在水-1,4-二氧六环混合溶剂体系中的有效双光子截面积和双光子验证 | 第64-65页 |
| 3.7.5 探针Mito-OC对极性的选择性 | 第65-66页 |
| 3.7.6 探针Mito-OC的细胞毒性测试 | 第66-67页 |
| 3.7.7 探针Mito-OC的线粒体共定位荧光显微成像 | 第67-69页 |
| 3.7.8 CCCP诱导细胞凋亡过程中探针Mito-OC的作用 | 第69-70页 |
| 3.7.9 共聚焦双光子斑马鱼活体荧光显微成像 | 第70-71页 |
| 3.8 本章总结 | 第71-72页 |
| 第四章 总结 | 第72-74页 |
| 参考文献 | 第74-84页 |
| 致谢 | 第84-85页 |
| 攻读学位期间发表的学术论文 | 第85页 |
