| 中文摘要 | 第3-6页 |
| ABSTRACT | 第6-9页 |
| 符号说明 | 第15-17页 |
| 上篇 文献综述 | 第17-59页 |
| 第一章 破骨细胞分化与骨吸收活性 | 第17-25页 |
| 1. 破骨细胞 | 第17-18页 |
| 1.1 破骨细胞的来源 | 第17-18页 |
| 1.2 破骨细胞凋亡 | 第18页 |
| 2. 破骨细胞分化与免疫 | 第18-20页 |
| 3. 破骨细胞分化和骨吸收 | 第20-21页 |
| 3.1 骨诱裂过程 | 第20页 |
| 3.2 骨吸收过程 | 第20-21页 |
| 4. 破骨细胞分化和骨吸收的调节机制 | 第21-22页 |
| 5. 破骨细胞分化和功能的重要调节因子 | 第22-25页 |
| 第二章 Rho GTPases与破骨细胞的分化和功能 | 第25-59页 |
| 1. 细胞骨架 | 第25-27页 |
| 1.1 细胞骨架简介 | 第25-26页 |
| 1.2 肌动蛋白丝的组装 | 第26页 |
| 1.3 肌动蛋白丝的极性 | 第26页 |
| 1.4 肌动蛋白丝的形成机制 | 第26-27页 |
| 2. Rho GTPases信号通路 | 第27-31页 |
| 2.1 Rho GTPases家族 | 第27-28页 |
| 2.2 Rho GTPases是信号转导的分子开关 | 第28页 |
| 2.3 Rho GTPase家族上游激酶 | 第28-29页 |
| 2.4 Rho GTPases激酶调节机制 | 第29-30页 |
| 2.5 Rho GTPase家族下游效应物 | 第30-31页 |
| 3. Rho GTPases对肌动蛋白聚合的调节 | 第31页 |
| 4. Rho GTPases间的串话 | 第31-32页 |
| 5. Rho GTPases与细胞融合 | 第32页 |
| 6. Rho GTPases与细胞粘附 | 第32-35页 |
| 6.1 伪足小体与封闭带 | 第32-34页 |
| 6.2 微管对伪足小体和封闭带的影响 | 第34页 |
| 6.3 Rho GTPases与细胞粘附 | 第34-35页 |
| 7. 破骨细胞极化 | 第35-36页 |
| 8. 破骨细胞的延伸和迁移 | 第36-39页 |
| 9. Rho GTPase与骨骼疾病的治疗 | 第39页 |
| 参考文献 | 第39-59页 |
| 下篇 试验部分 | 第59-113页 |
| 第一章 诱导RAW264.7细胞分化为破骨细胞方法的建立 | 第59-65页 |
| 1. 材料和方法 | 第59-60页 |
| 1.1 试验细胞 | 第59页 |
| 1.2 主要试剂 | 第59页 |
| 1.3 主要仪器 | 第59页 |
| 1.4 RAW264.7细胞复苏 | 第59-60页 |
| 1.5 破骨细胞的诱导与鉴定 | 第60页 |
| 1.6 扫描电镜观察骨吸收陷窝 | 第60页 |
| 2. 结果 | 第60-62页 |
| 2.1 不同细胞密度对OC分化的影响 | 第60-61页 |
| 2.2 TRAP染色鉴定不同细胞密度对生成OC数量的影响 | 第61页 |
| 2.3 破骨细胞数量统计 | 第61-62页 |
| 2.4 破骨细胞骨吸收活性检测 | 第62页 |
| 3. 讨论 | 第62-63页 |
| 参考文献 | 第63-65页 |
| 第二章 破骨细胞分化过程中细胞骨架的变化 | 第65-82页 |
| 1. 材料和方法 | 第65-69页 |
| 1.1 试验细胞 | 第65页 |
| 1.2 主要试剂 | 第65-66页 |
| 1.3 主要仪器 | 第66页 |
| 1.4 破骨细胞诱导培养 | 第66页 |
| 1.5 RTCA检测细胞分化 | 第66页 |
| 1.6 TRAP染色鉴定破骨细胞 | 第66页 |
| 1.7 细胞骨架的免疫荧光染色 | 第66-67页 |
| 1.8 QRT-PCR检测OC标志酶及Rho GTPaes家族基因表达 | 第67-69页 |
| 2. 结果 | 第69-77页 |
| 2.1 破骨细胞分化过程中细胞指数变化 | 第69页 |
| 2.2 破骨细胞分化过程中形态和骨架的变化 | 第69-72页 |
| 2.3 破骨细胞融合的选择性 | 第72页 |
| 2.4 破骨细胞分化过程中标志酶的基因表达变化 | 第72-73页 |
| 2.5 破骨细胞分化过程中Rho GTPases家族基因表达变化 | 第73-77页 |
| 3. 讨论 | 第77-79页 |
| 3.1 破骨细胞分化过程和特殊酶的表达 | 第77页 |
| 3.2 丝状伪足决定OC前体细胞融合的选择性 | 第77-78页 |
| 3.3 Rho GTPases对丝状伪足形成的调节 | 第78页 |
| 3.4 伪足小体在细胞融合和封闭带形成中的作用 | 第78-79页 |
| 4. 结论 | 第79页 |
| 参考文献 | 第79-82页 |
| 第三章 破骨细胞分化过程中其前体细胞凋亡过程与机制的研究 | 第82-92页 |
| 1. 材料和方法 | 第82-84页 |
| 1.1 试验细胞 | 第82页 |
| 1.2 主要试剂 | 第82页 |
| 1.3 主要仪器 | 第82页 |
| 1.4 OC前体细胞凋亡的观察 | 第82-83页 |
| 1.5 QRT-PCR检测OC分化中凋亡调节相关基因表达 | 第83页 |
| 1.6 M-CSF和RANKL对RAW264.7和BRL-3A细胞凋亡的影响 | 第83页 |
| 1.7 免疫荧光双染检测细胞凋亡 | 第83页 |
| 1.8 DNALadder检测细胞凋亡 | 第83-84页 |
| 1.9 QRT-PCTR检测OPG对凋亡调节相关基因表达的影响 | 第84页 |
| 2. 结果 | 第84-88页 |
| 2.1 OC前体细胞凋亡与相关Rho GTPases基因的表达 | 第84页 |
| 2.2 不同细胞因子对OC前体细胞凋亡的影响 | 第84-85页 |
| 2.3 OC前体细胞分化与凋亡 | 第85-88页 |
| 2.4 RhoV介导了OC前体细胞凋亡 | 第88页 |
| 3. 讨论 | 第88-89页 |
| 参考文献 | 第89-92页 |
| 第四章 OPG抑制破骨细胞分化过程中丝状伪足变化的调控机理 | 第92-102页 |
| 1. 材料和方法 | 第92-93页 |
| 1.1 试验细胞 | 第92页 |
| 1.2 主要试剂 | 第92页 |
| 1.3 主要仪器 | 第92页 |
| 1.4 TRAP染色鉴定OPG对OC生成的影响 | 第92-93页 |
| 1.5 免疫荧光染色检测OPG对丝状伪足的影响 | 第93页 |
| 1.6 qRT-PCR检测与丝状伪足相关基因的表达 | 第93页 |
| 2. 结果 | 第93-97页 |
| 2.1 破骨细胞培养时间的筛选 | 第93-94页 |
| 2.2 不同浓度OPG的对破骨细胞形成的影响 | 第94-95页 |
| 2.3 不同浓度OPG对OC前体细胞丝状伪足的影响 | 第95-97页 |
| 2.4 OPG对与丝状伪足相关Rho GTPases信号通路基因表达的影响 | 第97页 |
| 3. 讨论 | 第97-99页 |
| 3.1 OPG抑制破骨细胞分化 | 第97-98页 |
| 3.2 OPG通过调节丝状伪足的长度影响细胞分化 | 第98页 |
| 3.3 OPG抑制与丝状伪足相关基因的表达 | 第98-99页 |
| 参考文献 | 第99-102页 |
| 第五章 OPG抑制破骨细胞骨吸收的机理研究 | 第102-113页 |
| 1. 材料和方法 | 第102-105页 |
| 1.1 试验细胞 | 第102页 |
| 1.2 主要试剂 | 第102页 |
| 1.3 主要仪器 | 第102页 |
| 1.4 破骨细胞培养纯化及分组 | 第102-103页 |
| 1.5 霍夫曼显微镜观察封闭带形成过程及OPG对其影响 | 第103页 |
| 1.6 免疫荧光染色检测封闭带形成过程及OPG对其影响 | 第103页 |
| 1.7 qRT-PCR检测Rho GTPases信号通路基因的表达 | 第103-104页 |
| 1.7.1 引物设计与合成 | 第103-104页 |
| 1.7.2 qRT-PCR反应 | 第104页 |
| 1.8 免疫印迹法检测OPG对ROCK1蛋白的影响 | 第104页 |
| 1.8.1 蛋白样品制备 | 第104页 |
| 1.8.2 免疫印迹 | 第104页 |
| 1.9 扫描电镜观察OPG对骨吸收陷窝的影响 | 第104-105页 |
| 2. 结果 | 第105-109页 |
| 2.1 封闭带的形成过程 | 第105-106页 |
| 2.2 OPG引起破骨细胞封闭带损伤或消失 | 第106-107页 |
| 2.3 破骨细胞骨吸收过程中OPG对RhoGTPases信号通路的影响 | 第107-108页 |
| 2.4 OPG对骨吸收陷窝的影响 | 第108-109页 |
| 3. 讨论 | 第109-110页 |
| 参考文献 | 第110-113页 |
| 全文结论 | 第113-114页 |
| 致谢 | 第114-115页 |
| 攻读博士学位期间发表论文 | 第115-116页 |
