| 缩写词 | 第1-13页 |
| 摘要 | 第13-15页 |
| Abstract | 第15-17页 |
| 前言 | 第17-19页 |
| 1 文献综述 | 第19-37页 |
| 1．1 植物开花转变研究进展 | 第19-27页 |
| 1．1．1 影响开花转变的环境因子 | 第19-20页 |
| 1．1．2 植物向生殖生长转变的模式 | 第20页 |
| 1．1．3 与开花转化有关的基因 | 第20-21页 |
| 1．1．3．1 晚开花突变 | 第20页 |
| 1．1．3．2 早开花突变 | 第20-21页 |
| 1．1．3．3 开花时间的天然变异 | 第21页 |
| 1．1．4 控制开花转换的遗传途径 | 第21-24页 |
| 1．1．4．1 长日光周期促进途径 | 第21页 |
| 1．1．4．2 春化途径 | 第21-23页 |
| 1．1．4．3 开花自主途径 | 第23-24页 |
| 1．1．4．4 赤霉素途径 | 第24页 |
| 1．1．5 开花途径的整合 | 第24页 |
| 1．1．6 开花途径的互作 | 第24-25页 |
| 1．1．7 春化作用的分子机理研究 | 第25-27页 |
| 1．1．8 小麦春化作用研究概况 | 第27页 |
| 1．2 分子标记概述 | 第27-29页 |
| 1．2．1 RFLP标记 | 第27-28页 |
| 1．2．2 RAPDs标记 | 第28页 |
| 1．2．2 AFLPs标记 | 第28页 |
| 1．2．4 SSR标记 | 第28-29页 |
| 1．2．5 STS标记 | 第29页 |
| 1．2．6 CAPs标记 | 第29页 |
| 1．3 基因定位策略 | 第29-32页 |
| 1．3．1 质量性状基因的分子定位 | 第29-31页 |
| 1．3．1．1 近等基因系 | 第29-30页 |
| 1．3．1．2 分离群体分组分析法 | 第30页 |
| 1．3．1．3 极端个体分组和隐性基因分组分析 | 第30页 |
| 1．3．1．4 DNA池分析 | 第30-31页 |
| 1．3．2 QTL定位的方法 | 第31页 |
| 1．3．3 QTL定位的策略 | 第31-32页 |
| 1．3．3．1 选择性基因型分析 | 第31-32页 |
| 1．3．3．2 混合群体分离分析法 | 第32页 |
| 1．4 芸薹属抽薹开花时间研究 | 第32-37页 |
| 1．4．1 芸薹属抽薹开花时间的QTL定位 | 第32-34页 |
| 1．4．1．1 芸薹属抽薹开花性状的遗传规律 | 第32-33页 |
| 1．4．1．2 芸薹属抽薹开花时间的QTL定位研究 | 第33-34页 |
| 1．4．2 十字花科作物抽薹开花期的比较作图 | 第34-35页 |
| 1．4．3 芸薹属FLC基因研究 | 第35-37页 |
| 2 白菜开花时间相关基因分子标记 | 第37-59页 |
| 2．1 材料与方法 | 第37-44页 |
| 2．1．1 植物材料 | 第37-38页 |
| 2．1．2 基因组DNA提取 | 第38-39页 |
| 2．1．3 AFLP分析 | 第39-41页 |
| 2．1．3．1 AFLP分析方法 | 第39-40页 |
| 2．1．3．2 聚丙烯酰胺凝胶电泳 | 第40页 |
| 2．1．3．3 银染显色 | 第40-41页 |
| 2．1．4 凝胶上回收多态性 DNA片段 | 第41页 |
| 2．1．5 目的片段的克隆、测序 | 第41-43页 |
| 2．1．5．1 试剂准备 | 第41-42页 |
| 2．1．5．2 受体菌培养 | 第42页 |
| 2．1．5．3 大肠杆菌DH5α感受态细胞的制备 | 第42页 |
| 2．1．5．4 片断DNA与T载体的连接 | 第42页 |
| 2．1．5．5 质粒的转化 | 第42-43页 |
| 2．1．5．6 质粒抽提 | 第43页 |
| 2．1．5．7 质粒的检测 | 第43页 |
| 2．1．6 标记的SCAR和CAPS转化 | 第43-44页 |
| 2．1．6．1 标记的SCAR转化 | 第43-44页 |
| 2．1．6．2 标记的CAPS转化 | 第44页 |
| 2．1．6．3 SCAR标记的多重PCR扩增 | 第44页 |
| 2．2 结果与分析 | 第44-56页 |
| 2．2．1 F_2代田间表现 | 第44-45页 |
| 2．2．2 F_2代开花时间调查 | 第45页 |
| 2．2．3 早花池和极端晚花池的构建 | 第45-46页 |
| 2．2．4 DNA的提取与检测 | 第46页 |
| 2．2．5 基因组DNA酶切连接的检测 | 第46页 |
| 2．2．6 AFLP标记分析 | 第46-49页 |
| 2．2．6．1 引物筛选 | 第46-48页 |
| 2．2．6．2 差异带的单株及亲本验证 | 第48-49页 |
| 2．2．7 差异带的单株及亲本验证 | 第49-50页 |
| 2．2．8 AFLP标记的SCAR转化 | 第50-53页 |
| 2．2．9 AFLP标记的CAPS转化 | 第53-56页 |
| 2．2．10 SCAR标记的双重PCR检测 | 第56页 |
| 2．3 讨论 | 第56-59页 |
| 2．3．1 AFLP特异片段的回收克隆和SCAR及CAPS转化 | 第57页 |
| 2．3．2 运用BSA群体处理方法研究数量性状的可行性 | 第57-59页 |
| 3 白菜人工春化条件下花芽形态观察 | 第59-63页 |
| 3．1 材料与方法 | 第59-60页 |
| 3．1．1 植物材料 | 第59页 |
| 3．1．2 同一时间低温处理 | 第59页 |
| 3．1．3 不同时间低温处理 | 第59页 |
| 3．1．4 石蜡切片制作 | 第59-60页 |
| 3．2 结果与分析 | 第60-62页 |
| 3．2．1 同一时间低温处理花芽分化时的形态变化 | 第60-61页 |
| 3．2．2 不同时间低温处理花芽分化时的形态变化 | 第61-62页 |
| 3．3 讨论 | 第62-63页 |
| 4 白菜春化相关基因的克隆和表达分析 | 第63-81页 |
| 4．1 材料和方法 | 第63-66页 |
| 4．1．1 实验材料 | 第63页 |
| 4．1．2 材料处理 | 第63-64页 |
| 4．1．3 RNA提取 | 第64页 |
| 4．1．3．1 器皿的准备 | 第64页 |
| 4．1．3．2 试剂 | 第64页 |
| 4．1．3．3 提取 RNA的操作步骤 | 第64页 |
| 4．1．3．4 RNA的检测 | 第64页 |
| 4．1．3．5 cDNA第一链的合成 | 第64页 |
| 4．1．4 引物的设计 | 第64-65页 |
| 4．1．4．1 FLC引物设计 | 第64-65页 |
| 4．1．4．2 FCA引物设计 | 第65页 |
| 4．1．4．3 FT引物设计 | 第65页 |
| 4．1．5 PCR扩增体系 | 第65页 |
| 4．1．6 PCR反应程序 | 第65-66页 |
| 4．1．7 PCR产物的回收、纯化、连接、转化和测序 | 第66页 |
| 4．1．8 RT-PCR表达分析 | 第66页 |
| 4．2 结果与分析 | 第66-78页 |
| 4．2．1 RNA提取和检测 | 第66页 |
| 4．2．2 白菜和菜心FLC的克隆和结构分析 | 第66-73页 |
| 4．2．2．1 上海青FLC基因部分cDNA序列的分离 | 第67页 |
| 4．2．2．2 上海青BrcFLC基因3’末端cDNA序列的分离 | 第67-68页 |
| 4．2．2．3 上海青和四九BrcFLC基因编码序列的获得与分析 | 第68-70页 |
| 4．2．2．4 上海青和四九BrcFLC第一个内含子的扩增 | 第70-73页 |
| 4．2．3 FCA的克隆和序列分析 | 第73-75页 |
| 4．2．3．1 FCA的克隆 | 第73-75页 |
| 4．2．3．2 BrcFCA编码序列拼接和比对 | 第75页 |
| 4．2．4 FT片段的扩增 | 第75页 |
| 4．2．5 BrcFLC、BrcFT及BrcFCA的RT-PCR分析 | 第75-78页 |
| 4．3 讨论 | 第78-81页 |
| 结论 | 第81-83页 |
| 参考文献 | 第83-90页 |
