| 摘要 | 第6-8页 |
| Abstract | 第8-9页 |
| 缩略词表 | 第10-18页 |
| 1 研究背景和基础理论依据 | 第18-51页 |
| 1.1 p53家族 | 第18-21页 |
| 1.2 p53异构体 | 第21-25页 |
| 1.3 DNA损伤与修复信号通路 | 第25-35页 |
| 1.4 p53家族与IPS | 第35-39页 |
| 1.5 p53家族与ROS调控 | 第39-43页 |
| 1.6 分子伴侣介导自噬(CMA) | 第43-47页 |
| 1.7 斑马鱼模式生物简介 | 第47-51页 |
| 2 研究材料与方法总述 | 第51-85页 |
| 2.1 人类细胞系实验体系及相关实验操作 | 第51-52页 |
| 2.1.1 实验用细胞系的常规培养 | 第51-52页 |
| 2.1.2 细胞转染 | 第52页 |
| 2.2 人类干细胞实验体系、IPS及相关实验操作 | 第52-54页 |
| 2.2.1 实验用干细胞的正常培养 | 第52-53页 |
| 2.2.2 慢病毒的准备 | 第53页 |
| 2.2.3 细胞重编程 | 第53-54页 |
| 2.3 斑马鱼体系及相关实验操作 | 第54-56页 |
| 2.3.1 实验用斑马鱼的品系及饲养 | 第54-55页 |
| 2.3.2 斑马鱼受精卵的获取 | 第55页 |
| 2.3.3 受精卵显微注射 | 第55-56页 |
| 2.4 小鼠体系及相关实验操作 | 第56-57页 |
| 2.4.1 实验小鼠品系及饲养 | 第56页 |
| 2.4.2 肿瘤移植 | 第56-57页 |
| 2.4.3 动物实验中遵循的伦理规范 | 第57页 |
| 2.5 分子克隆及相关实验方法 | 第57-59页 |
| 2.5.1 DNA片段及相关操作 | 第57-58页 |
| 2.5.2 感受态细胞及相关操作 | 第58-59页 |
| 2.6 DNA相关实验总述 | 第59-60页 |
| 2.6.1 基因组总DNA的提取 | 第59页 |
| 2.6.2 PI染色测定细胞周期及凋亡 | 第59页 |
| 2.6.3 Annexin V/7-AAD双荧光染色检测细胞凋亡与坏死 | 第59页 |
| 2.6.4 Tune1方法检测斑马鱼细胞凋亡 | 第59-60页 |
| 2.6.5 Comet试验检测DNA损伤 | 第60页 |
| 2.7 RNA相关实验总述 | 第60-62页 |
| 2.7.1 RNA的提取 | 第60-61页 |
| 2.7.2 逆转录及qPCR | 第61页 |
| 2.7.3 半定量PCR | 第61页 |
| 2.7.4 体外转录mRNA | 第61-62页 |
| 2.7.5 Northern-blot | 第62页 |
| 2.8 蛋白相关实验总述 | 第62-65页 |
| 2.8.1 蛋白的提取 | 第62-63页 |
| 2.8.2 Western-blot | 第63-64页 |
| 2.8.3 蛋白质降解检测 | 第64页 |
| 2.8.4 免疫荧光 | 第64页 |
| 2.8.5 蛋白免疫共沉淀 | 第64页 |
| 2.8.6 染色质免疫共沉淀(ChIP) | 第64-65页 |
| 2.8.7 凝胶阻滞实验(EMSA) | 第65页 |
| 2.9 细胞相关实验总述 | 第65-67页 |
| 2.9.1 流式细胞分析(FACS) | 第65页 |
| 2.9.2 细胞集落生成实验(CCA) | 第65-66页 |
| 2.9.3 细胞活性测定(MTT) | 第66页 |
| 2.9.4 细胞衰老检测 | 第66页 |
| 2.9.5 活性氧检测(ROS assay) | 第66-67页 |
| 2.9.6 GFP-LC3聚集实验(GFP-LC3 aggregation) | 第67页 |
| 2.10 实验中所用试剂总述 | 第67-85页 |
| 2.10.1 常规试剂配方列表 | 第67-69页 |
| 2.10.2 实验中所用抗体列表 | 第69-71页 |
| 2.10.3 实验中所用Morpholino、siRNA列表 | 第71-72页 |
| 2.10.4 实验中所用qPCR引物列表 | 第72-79页 |
| 2.10.5 实验中所用探针合成用引物列表 | 第79-81页 |
| 2.10.6 实验中所用克隆用引物列表 | 第81-85页 |
| 3 可视化DNA双链断裂修复检测系统 | 第85-90页 |
| 3.1 HR、SSA、NHEJ质粒的构建 | 第85-86页 |
| 3.2 基于qPCR方法的定量检测HR、SSA、NHEJ强度系统的构建与检验 | 第86-87页 |
| 3.3 利用可视化检测系统检测斑马鱼中DNA双链断裂修复的强度 | 第87-88页 |
| 3.4 可视化DNA双链断裂修复检测系统的应用 | 第88-90页 |
| 4 △133p53促进DNA双链断裂修复 | 第90-117页 |
| 4.1 γ射线辐射能诱导△113p53/△133p53大量表达 | 第90-91页 |
| 4.2 在斑马鱼中△113p53能促进DNA双链断裂修复,降低DNA损伤积累 | 第91-97页 |
| 4.3 在人类细胞系中△133p53能促进DNA双链断裂修复,降低DNA损伤积累 | 第97-102页 |
| 4.4 △113p53在DNA双链损伤严重时保护斑马鱼,抑制衰老和死亡 | 第102-105页 |
| 4.5 △133p53在DNA双链损伤严重时保护人类细胞,抑制衰老和死亡 | 第105-106页 |
| 4.6 △113p53/△133p53促进DNA双链断裂修复关键基因的表达 | 第106-110页 |
| 4.7 △113p53/△133p53直接调控DNA双链断裂修复途径关键基因的转录 | 第110-115页 |
| 4.8 在DNA双链断裂下p53信号途径调控细胞命运模型 | 第115-116页 |
| 4.9 结果讨论 | 第116-117页 |
| 5 △133p53提高IPSC诱导效率并维持基因组稳定性 | 第117-132页 |
| 5.1 在细胞重编程过程中△133p53能被诱导产生 | 第117-118页 |
| 5.2 △133p53能大幅提高IPS重编程效率 | 第118-120页 |
| 5.3 △133p53在重编程过程中拮抗p53促进产生的细胞凋亡 | 第120-121页 |
| 5.4 △133p53在重编程过程中促进细胞DNA双链断裂修复 | 第121-125页 |
| 5.5 △133p53在重编程过程中保护基因组稳定性 | 第125-127页 |
| 5.6 细胞重编程后产生IPSC的鉴定 | 第127-130页 |
| 5.7 在细胞重编程时△133p53的功能模型 | 第130-131页 |
| 5.8 结果讨论 | 第131-132页 |
| 6 △133p53提高机体在低剂量氧化环境中的适应性 | 第132-154页 |
| 6.1 △133p53在低剂量氧化环境中被诱导表达 | 第132-135页 |
| 6.2 △133p53优化细胞对低剂量氧化环境的适应性 | 第135-139页 |
| 6.3 △113p53优化斑马鱼对低剂量氧化环境的适应性 | 第139-143页 |
| 6.4 △133p53降低细胞内ROS水平 | 第143-145页 |
| 6.5 △133p53通过调节抗ROS基因的表达从而降低细胞内ROS水平 | 第145-149页 |
| 6.6 △133p53直接参与抗ROS基因的转录调控 | 第149-151页 |
| 6.7 机体应对长期低剂量氧化环境的可能的策略模型 | 第151-152页 |
| 6.8 结果讨论 | 第152-154页 |
| 7 在高温下p53抑制过度的CMA保护细胞免于死亡 | 第154-186页 |
| 7.1 p53~(M214K)突变品系比野生型斑马鱼对于40℃相对高温更敏感 | 第154-156页 |
| 7.2 p53缺陷细胞系比p53正常细胞系对于40℃相对高温更敏感 | 第156-162页 |
| 7.3 p53缺陷细胞系比p53正常细胞系对于40℃相对高温更敏感不是由细胞凋亡、坏死和大自噬导致 | 第162-168页 |
| 7.4 p53缺陷细胞系比p53正常细胞系对于40℃相对高温更敏感是由CMA导致 | 第168-171页 |
| 7.5 p53通过p53-HSF1-HSC70信号通路抑制CMA,从而在40℃相对高温下保护人类细胞免于死亡 | 第171-176页 |
| 7.6 p53通过p53-HSF1-HSC70信号通路抑制CMA,从而在40℃相对高温下保护斑马鱼免于死亡 | 第176-178页 |
| 7.7 p53在转录水平调控HSF1表达 | 第178-180页 |
| 7.8 p53在转录水平调控HSF1表达的分子机制 | 第180-183页 |
| 7.9 p53缺陷移植瘤细胞对40℃相对高温处理较p53正常细胞敏感 | 第183-184页 |
| 7.10 结果讨论 | 第184-186页 |
| 8 研究总结 | 第186-192页 |
| 8.1 结论与意义 | 第186-188页 |
| 8.2 课题展望 | 第188-192页 |
| 参考文献 | 第192-209页 |
| 作者简介 | 第209-210页 |
| 致谢 | 第210-212页 |
