| 缩略词表 | 第1-8页 |
| 摘要 | 第8-12页 |
| ABSTRACT | 第12-17页 |
| 前言 | 第17-23页 |
| 第一部分：心肌组织工程不同种子细胞的分离、培养、标记及生物学特性研究 | 第23-63页 |
| 实验一：不同干细胞分离、培养与分化研究 | 第24-40页 |
| 1. 材料 | 第24-25页 |
| ·主要仪器设备 | 第24-25页 |
| ·主要试剂 | 第25页 |
| ·其他 | 第25页 |
| 2. 方法 | 第25-30页 |
| ·溶液的配制 | 第25-26页 |
| ·白色脂肪 ADSC 的分离、培养与鉴定 | 第26-27页 |
| ·棕色脂肪 CSC 的分离、培养、鉴定及成心肌分化 | 第27-28页 |
| ·iPSC 的培养、鉴定及成心肌分化 | 第28-29页 |
| ·统计学分析 | 第29-30页 |
| 3. 结果 | 第30-38页 |
| ·白色脂肪 ADSC 的分离、培养与鉴定 | 第30-31页 |
| ·棕色脂肪 CSC 的分离、培养、鉴定及成心肌分化 | 第31-36页 |
| ·iPSC 的培养、鉴定及成心肌分化 | 第36-38页 |
| 4. 讨论 | 第38-40页 |
| 实验二：基于慢病毒颗粒的干细胞标记研究 | 第40-50页 |
| 1. 材料 | 第40-41页 |
| ·主要仪器设备 | 第40-41页 |
| ·主要试剂 | 第41页 |
| ·其他 | 第41页 |
| 2. 方法 | 第41-43页 |
| ·携带 Fluc-mRFP-tTK 的慢病毒颗粒的制备 | 第41-42页 |
| ·病毒滴度测定 | 第42页 |
| ·干细胞的慢病毒感染标记 | 第42页 |
| ·标记干细胞的分选与鉴定 | 第42页 |
| ·报告基因表达分析 | 第42-43页 |
| ·统计学分析 | 第43页 |
| 3. 结果 | 第43-48页 |
| ·慢病毒的制备与滴度测定 | 第43页 |
| ·白色脂肪 ADSC 的标记与分析 | 第43-44页 |
| ·iPSC 的标记与生物学特征鉴定 | 第44-46页 |
| ·报告基因在 iPSC 中的表达活性分析 | 第46页 |
| ·报告基因在 iPSC 扩增过程中的表达稳定性分析 | 第46-47页 |
| ·报告基因在 iPSC 分过过程中的表达稳定性分析 | 第47-48页 |
| 4. 讨论 | 第48-50页 |
| 实验三：iPSC 致瘤性与免疫原性研究 | 第50-63页 |
| 1. 材料 | 第50-51页 |
| ·主要设备 | 第50-51页 |
| ·主要试剂 | 第51页 |
| ·其他 | 第51页 |
| 2. 方法 | 第51-53页 |
| ·iPSC 源心肌细胞的诱导分化与分选 | 第51-52页 |
| ·iPSC 及其来源细胞的裸鼠皮下移植 | 第52页 |
| ·小鼠心梗模型的制备与 iPSC 的心肌内移植 | 第52页 |
| ·生物发光成像 | 第52页 |
| ·RT-PCR | 第52-53页 |
| ·免疫组织化学染色 | 第53页 |
| ·统计学分析 | 第53页 |
| 3. 结果 | 第53-60页 |
| ·iPSC 诱导分化过程中多能性细胞的存在 | 第53-55页 |
| ·iPSC 分化细胞的比较 | 第55页 |
| ·裸鼠皮下移植后的生物发光成像 | 第55-56页 |
| ·iPSC 及其不同分化产物在裸鼠皮下的致瘤性 | 第56-57页 |
| ·心梗小鼠心肌内移植后的生物发光成像 | 第57-58页 |
| ·iPSC 心肌内移植后的迁移 | 第58页 |
| ·iPSC 在心梗环境下的致瘤性 | 第58-59页 |
| ·细胞移植后的免疫细胞浸润检测 | 第59-60页 |
| 4. 讨论 | 第60-63页 |
| 第二部分：可注射性壳聚糖基水凝胶制备、生物学评价及细胞保护相关机制研究 | 第63-78页 |
| 实验一：温敏性壳聚糖基水凝胶的制备与生物学评价 | 第64-70页 |
| 1. 材料 | 第64-65页 |
| ·主要仪器设备 | 第64页 |
| ·主要试剂 | 第64-65页 |
| ·其他 | 第65页 |
| 2. 方法 | 第65-66页 |
| ·溶液配制 | 第65页 |
| ·温敏性壳聚糖基水凝胶的制备 | 第65页 |
| ·大鼠白色脂肪 ADSC 的分离培养 | 第65页 |
| ·温敏性壳聚糖基水凝胶与 ADSC 相容性评价 | 第65页 |
| ·大鼠心梗模型制备 | 第65-66页 |
| ·温敏性壳聚糖基水凝胶的心肌内注射与评价 | 第66页 |
| ·心脏标本的 DHE 染色 | 第66页 |
| 3. 结果 | 第66-69页 |
| ·温敏性壳聚糖水凝胶的制备 | 第66-67页 |
| ·温敏性壳聚糖基水凝胶与 ADSC 的生物相容性 | 第67页 |
| ·大鼠心梗模型制备 | 第67-68页 |
| ·温敏性壳聚糖基水凝胶在心梗环境下的组织相容性检测 | 第68页 |
| ·温敏性壳聚糖基水凝胶在心梗环境下的抗氧化能力检测 | 第68-69页 |
| 4. 讨论 | 第69-70页 |
| 实验二：壳聚糖降解产物在模拟 ROS 环境下促进 ADSC 黏附与存活研究 | 第70-78页 |
| 1. 材料 | 第70-71页 |
| ·主要仪器设备 | 第70页 |
| ·主要试剂 | 第70-71页 |
| ·其他 | 第71页 |
| 2. 方法 | 第71-73页 |
| ·溶液配制 | 第71页 |
| ·ROS 对 ADSC 黏附与存活的影响 | 第71页 |
| ·ROS 环境下，D-Glu 与 N-AC-Glu 作用浓度摸索 | 第71-72页 |
| ·细胞内 ROS 水平检测 | 第72页 |
| ·ROS 条件下 D-Glu 与 N-AC-Glu 促 ADSC 黏附分析 | 第72页 |
| ·RT-PCR | 第72页 |
| ·蛋白提取与 Western Blotting 检测 | 第72-73页 |
| ·统计学分析 | 第73页 |
| 3. 结果 | 第73-76页 |
| ·ROS 对 ADSC 黏附的影响 | 第73页 |
| ·ROS 环境下，D-Glu 与 N-AC-Glu 促进 ADSC 粘附的作用 | 第73-75页 |
| ·ROS 对 ADSC 的损伤及 D-Glu/N-AC-Glu 保护作用的相关机制 | 第75-76页 |
| 4. 讨论 | 第76-78页 |
| 第三部分：温敏性壳聚糖水凝胶携带 ADSC 心梗移植的实验研究 | 第78-92页 |
| 1. 材料 | 第78-79页 |
| ·主要仪器设备 | 第78-79页 |
| ·主要试剂 | 第79页 |
| ·其他 | 第79页 |
| 2. 方法 | 第79-83页 |
| ·溶液配制 | 第79-80页 |
| ·心梗模型制备与 ADSC 的移植 | 第80页 |
| ·生物发光成像分析 | 第80页 |
| ·TUNEL 染色 | 第80-81页 |
| ·DHE 与 Western Blotting 检测 | 第81页 |
| ·超声心动图检测 | 第81页 |
| ·血流动力学检测 | 第81页 |
| ·心梗面积与室壁厚度计算 | 第81-82页 |
| ·血管密度计算 | 第82页 |
| ·免疫荧光染色分析 | 第82-83页 |
| ·统计学分析 | 第83页 |
| 3. 结果 | 第83-90页 |
| ·生物发光成像分析 | 第83-84页 |
| ·壳聚糖水凝胶对心梗微环境的改善作用及心脏干细胞归巢 | 第84-85页 |
| ·心肌梗死后的细胞凋亡 | 第85-86页 |
| ·心脏功能 | 第86-88页 |
| ·心梗面积与室壁厚度 | 第88-89页 |
| ·血管密度 | 第89页 |
| ·白色脂肪 ADSC 在心梗环境下的分化 | 第89-90页 |
| 4. 讨论 | 第90-92页 |
| 结论 | 第92-93页 |
| 未来工作展望 | 第93-94页 |
| 参考文献 | 第94-100页 |
| 文献综述 | 第100-119页 |
| Reference | 第111-119页 |
| 代表性论著 | 第119-133页 |
| 个人简历 | 第133-134页 |
| 致谢 | 第134页 |
