| 摘要 | 第3-5页 |
| ABSTRACT | 第5-7页 |
| 绪论 | 第14-24页 |
| 第一章：SDF-1α 腺相关病毒的包装纯化及鉴定 | 第24-48页 |
| 1.1 引言 | 第24-25页 |
| 1.2 材料与方法 | 第25-39页 |
| 1.2.1 主要材料与仪器 | 第25-26页 |
| 1.2.2 主要试剂 | 第26-28页 |
| 1.2.3 液体配置 | 第28页 |
| 1.2.4 实验方法 | 第28-39页 |
| 1.2.4.1 感受态细胞制备 | 第28-29页 |
| 1.2.4.2 AAV-SDF-1α 质粒构建 | 第29-32页 |
| 1.2.4.3 连接产物转化 | 第32页 |
| 1.2.4.4 质粒大量扩增与抽提 | 第32-33页 |
| 1.2.4.5 AAV293细胞培养 | 第33页 |
| 1.2.4.6 AAV病毒包装收获 | 第33-34页 |
| 1.2.4.7 AAV病毒纯化 | 第34页 |
| 1.2.4.8 AAV病毒感染滴度测定和活力验证 | 第34-35页 |
| 1.2.4.9 Western blot检测AAV-SDF-1α 病毒感染细胞的SDF-1 蛋白表达 | 第35-37页 |
| 1.2.4.10 AAV病毒的立体定位注射 | 第37-38页 |
| 1.2.4.11 小鼠心脏灌注取脑 | 第38页 |
| 1.2.4.12 免疫组织化学染色 | 第38-39页 |
| 1.3 实验结果 | 第39-47页 |
| 1.3.1 成功构建AAV-SDF-1α 质粒 | 第39-42页 |
| 1.3.2 AAV病毒包装成功 | 第42-43页 |
| 1.3.3 AAV病毒的收集 | 第43-44页 |
| 1.3.4 AAV病毒外滴度测定及AAV-SDF-1α 病毒体外成功表达SDF-1 蛋白 | 第44-45页 |
| 1.3.5 AAV病毒在体内可以成功表达，并至少可以持续表达8周 | 第45-46页 |
| 1.3.6 AAV病毒在体内主要感染神经元和星型胶质细胞，但不感染内皮细胞 | 第46-47页 |
| 1.4 讨论 | 第47页 |
| 1.5 本章小结 | 第47-48页 |
| 第二章：脑缺血亚急性期过表达SDF-1α 基因能够促进小鼠脑神经血管再生 | 第48-79页 |
| 2.1 引言 | 第48-49页 |
| 2.2 实验材料及方法 | 第49-61页 |
| 2.2.1 实验材料 | 第49-50页 |
| 2.2.2 实验方法 | 第50-61页 |
| 2.2.2.1 小鼠pMCAO模型的造模 | 第50-51页 |
| 2.2.2.2 小鼠脑组织蛋白提取 | 第51页 |
| 2.2.2.3 缺血后SDF-1 的ELISA定量及免疫组织化学染色定位 | 第51-52页 |
| 2.2.2.4 免疫组织化学染色定位SDF-1 在细胞中的表达 | 第52-53页 |
| 2.2.2.5 动物转棒训练及神经行为学评分 | 第53页 |
| 2.2.2.6 AAV病毒立体定位注射 | 第53页 |
| 2.2.2.7 AMD3100给药 | 第53页 |
| 2.2.2.8 BrdU注射 | 第53页 |
| 2.2.2.9 小鼠心脏灌注取脑 | 第53页 |
| 2.2.2.10 脑组织冰冻切片 | 第53-54页 |
| 2.2.2.11 mRNA的提取 | 第54页 |
| 2.2.2.12 Real-time PCR检测SDF-1mRNA的表达 | 第54-55页 |
| 2.2.2.13 脑萎缩体积染色及计算 | 第55-56页 |
| 2.2.2.14 脑组织切片的DAB染色 | 第56-57页 |
| 2.2.2.15 免疫组织化学荧光染色（漂片） | 第57-58页 |
| 2.2.2.16 细胞和血管的计数 | 第58-59页 |
| 2.2.2.17 Western blot检测缺血后SDF-1 受体CXCR4的表达及SDF-1/CXCR4介导的信号通路 | 第59-60页 |
| 2.2.2.18 髓过氧化物酶（MPO）活力的检测 | 第60-61页 |
| 2.2.3 统计分析 | 第61页 |
| 2.3 实验结果 | 第61-77页 |
| 2.3.1 脑缺血后SDF-1 的表达定位及表达时程 | 第61-63页 |
| 2.3.2 脑缺血后CXCR4受体的表达 | 第63-64页 |
| 2.3.3 SDF-1α mRNA和蛋白在AAV-SDF-1α 基因治疗组小鼠脑内表达上调 | 第64-65页 |
| 2.3.4 CXCR4受体在AAV-SDF-1α 基因治疗组表达上调，且在神经祖细胞，神经前体细胞，神经元和内皮祖细胞表面表达，不在成熟的内皮细胞表面表达 | 第65-67页 |
| 2.3.5 脑缺血亚急性期过表达SDF-1α 促进脑缺血后小鼠行为学功能恢复和减小脑萎缩体积 | 第67-69页 |
| 2.3.6 脑缺血亚急性期过表达SDF-1α 可以促进缺血小鼠神经再生 | 第69-72页 |
| 2.3.7 脑缺血亚急性期在缺血周围区过表达SDF-1α 可促进血管新生 | 第72-74页 |
| 2.3.8 SDF-1α／CXCR4信号通路主要激活AKT，ERK，P38信号通路，但不激活JNK信号通路 | 第74-75页 |
| 2.3.9 脑缺血亚急性期过表达SDF-1α 不引发局部炎症发应 | 第75-77页 |
| 2.4 讨论 | 第77-78页 |
| 2.5 本章小结 | 第78-79页 |
| 第三章：脑缺血亚急性期过表达SDF-1α 基因能够促进小鼠脑白质损伤的修复 | 第79-89页 |
| 3.1 引言 | 第79-80页 |
| 3.2 实验材料与方法 | 第80-81页 |
| 3.2.1 实验材料 | 第80页 |
| 3.2.2 实验方法 | 第80-81页 |
| 3.2.2.1 PDGFRα＋细胞染色及其细胞计数与统计 | 第80-81页 |
| 3.2.2.2 MBP＋髓鞘的染色及其光密度的统计 | 第81页 |
| 3.2.2.3 CXCR4与NG2，PDGFRα 和MBP共染，CXCR7与NG2和MBP共染，CXCR4与NG2，PDGFRα 三染 | 第81页 |
| 3.2.3 统计分析 | 第81页 |
| 3.3 实验结果 | 第81-87页 |
| 3.3.1 实验设计流程 | 第81-82页 |
| 3.3.2 CXCR4在OPC表面表达，但不在成熟的髓鞘细胞表面表达 | 第82-84页 |
| 3.3.3 CXCR7在不在OPC细胞上表达，但在成熟的髓鞘细胞上表达丰富 | 第84-85页 |
| 3.3.4 脑缺血亚急性期过表达SDF-1α 可促进缺血小鼠脑中OPC的增殖和迁移 | 第85-86页 |
| 3.3.5 脑缺血亚急性期过表达SDF-1α 能够保护髓鞘的完整性 | 第86-87页 |
| 3.4 讨论 | 第87-88页 |
| 3.5 本章小结 | 第88-89页 |
| 第四章：SDF-1α 慢病毒的包装纯化及鉴定 | 第89-99页 |
| 4.1 引言 | 第89-90页 |
| 4.2 实验材料与方法 | 第90-93页 |
| 4.2.1 实验材料 | 第90页 |
| 4.2.2 实验方法 | 第90-93页 |
| 4.2.2.1 质粒构建pLV-SDF-1α | 第90页 |
| 4.2.2.2 293T细胞的培养 | 第90-91页 |
| 4.2.2.3 慢病毒的包装及收获 | 第91页 |
| 4.2.2.4 慢病毒纯化 | 第91-92页 |
| 4.2.2.5 体外慢病毒滴度的检测 | 第92页 |
| 4.2.2.6 LV-SDF-1α 转染 293T细胞及表达 | 第92页 |
| 4.2.2.7 体内慢病毒感染活力的验证 | 第92-93页 |
| 4.3 实验结果 | 第93-97页 |
| 4.3.1 LV-SDF-1α 质粒构建及测序 | 第93页 |
| 4.3.2 成功构建pLV-SDF-1α 质粒 | 第93-94页 |
| 4.3.3 慢病毒的包装及纯化 | 第94-95页 |
| 4.3.4 慢病毒在体外成功转染 293T细胞 | 第95-96页 |
| 4.3.5 慢病毒在体内成功转染小鼠脑组织 | 第96-97页 |
| 4.4 讨论 | 第97-98页 |
| 4.5 本章小结 | 第98-99页 |
| 第五章：移植过表达SDF-1α 的内皮祖细胞促进脑缺血小鼠的神经血管再生 | 第99-119页 |
| 5.1 引言 | 第99-100页 |
| 5.2 实验材料与方法 | 第100-105页 |
| 5.2.1 实验材料 | 第100页 |
| 5.2.2 实验方法 | 第100-105页 |
| 5.2.2.1 内皮祖细胞的培养 | 第100-101页 |
| 5.2.2.2 流式细胞术鉴定内皮祖细胞 | 第101-102页 |
| 5.2.2.3 慢病毒转染内皮祖细胞 | 第102页 |
| 5.2.2.4 流式细胞仪检测LV-SDF-1α 病毒感染EPC的效率 | 第102页 |
| 5.2.2.5 检测EPC-SDF-1α 细胞SDF-1α 的表达 | 第102页 |
| 5.2.2.6 EPC-SDF-1α 细胞成管能力测试 | 第102-103页 |
| 5.2.2.7 EPC-SDF-1α 细胞活力的测定 | 第103页 |
| 5.2.2.8 过表达SDF-1α 的EPC分泌细胞因子情况 | 第103-104页 |
| 5.2.2.9 动物行为学训练及测试 | 第104页 |
| 5.2.2.10 细胞脑立体定位注射 | 第104页 |
| 5.2.2.11 病毒立体定位注射 | 第104页 |
| 5.2.2.12 BrdU注射 | 第104页 |
| 5.2.2.13 动物灌注取脑 | 第104-105页 |
| 5.2.2.14 切片及脑萎缩体积检测 | 第105页 |
| 5.2.2.15 免疫组织化学染色 | 第105页 |
| 5.2.2.16 脑组织蛋白和RNA提取 | 第105页 |
| 5.2.2.17 血管和细胞的计数及统计 | 第105页 |
| 5.2.2.18 EPC在脑内的存活 | 第105页 |
| 5.2.3 统计分析 | 第105页 |
| 5.3 实验结果 | 第105-117页 |
| 5.3.1 体外成功分离EPC细胞，并转染LV-SDF-1α 慢病毒 | 第105-107页 |
| 5.3.2 EPC-SDF-1α 细胞移植能够促进脑缺血小鼠的行为学功能恢复和减小脑萎缩体积 | 第107-110页 |
| 5.3.3 EPC-SDF-1α 细胞移植能够促进脑缺血小鼠血管新生 | 第110-112页 |
| 5.3.4 EPC-SDF-1α 细胞移植能够促进脑缺血小鼠神经再生 | 第112-115页 |
| 5.3.5 EPC-SDF-1α 细胞增加了VEGF的表达，并且增强成血管和细胞增殖能力 | 第115-117页 |
| 5.4 讨论 | 第117-118页 |
| 5.5 本章小结 | 第118-119页 |
| 全文总结 | 第119-122页 |
| 研究展望 | 第122-123页 |
| 中英文缩写字母表 | 第123-125页 |
| 参考文献 | 第125-148页 |
| 攻读学位期间发表的学术论文与论著 | 第148-149页 |
| 致谢 | 第149-152页 |
