| 中文摘要 | 第4-6页 |
| Abstract | 第6-7页 |
| 缩略语/符号说明 | 第10-11页 |
| 前言 | 第11-14页 |
| 研究现状、成果 | 第11-13页 |
| 研究目的、方法 | 第13-14页 |
| 1.1 实验动物与材料 | 第14-17页 |
| 1.1.1 实验动物 | 第14页 |
| 1.1.2 实验主要仪器设备 | 第14-15页 |
| 1.1.3 实验主要试剂 | 第15-17页 |
| 1.1.4 实验主要试剂配制 | 第17页 |
| 1.2 方法 | 第17-36页 |
| 1.2.1 小鼠BMDCs的制备 | 第17-19页 |
| 1.2.2 小鼠BMDCs总RNA提取 | 第19-20页 |
| 1.2.3 测小鼠BMDCs总RNA的浓度 | 第20页 |
| 1.2.4 小鼠BMDCs总RNA逆转录 | 第20-21页 |
| 1.2.5 RT-PCR | 第21-23页 |
| 1.2.6 EAU模型的建立 | 第23-24页 |
| 1.2.7 IRBP120特异性T细胞的制备 | 第24-25页 |
| 1.2.8 IRBP120特异性T细胞与BMDCs共培养 | 第25-26页 |
| 1.2.9 RT-PCR检测共培养的IRBP120特异性T细胞相关基因变化 | 第26-27页 |
| 1.2.10 流式细胞仪检测Th17和Th1细胞的比率 | 第27-29页 |
| 1.2.11 细胞蛋白样品的制备 | 第29-30页 |
| 1.2.12 BCA法测定蛋白浓度 | 第30页 |
| 1.2.13 western blot检测p-p38、p-ERK1/2以及p-JNK | 第30-36页 |
| 1.2.14 统计学处理 | 第36页 |
| 1.3 结果 | 第36-42页 |
| 1.3.1 BMDCs形态学观察与鉴定 | 第36-37页 |
| 1.3.2 EAU模型的鉴定 | 第37-38页 |
| 1.3.3 各组BMDCs分泌与Th17细胞极化相关基因mRNA的表达变化 | 第38-39页 |
| 1.3.4 各组BMDCs对Th17及Th1细胞分化的影响 | 第39-40页 |
| 1.3.5 共培养后，与Th17及Th1细胞相关基因mRNA的表达变化 | 第40-41页 |
| 1.3.6 CL097刺激后BMDCs后p-p38、p-JNK及p-ERK1/2表达情况 | 第41-42页 |
| 1.4 讨论 | 第42-47页 |
| 结论 | 第47-48页 |
| 参考文献 | 第48-53页 |
| 发表论文和参加科研情况说明 | 第53-54页 |
| 综述 | 第54-64页 |
| 综述参考文献 | 第61-64页 |
| 致谢 | 第64页 |
