摘要 | 第4-7页 |
Abstract | 第7-8页 |
英文缩略语 | 第9-17页 |
第一部分 :脉络膜黑色素瘤组织MMP-2和MMP-9的非编码RNA靶点筛查分析 | 第17-40页 |
1 前言 | 第17-19页 |
2 材料和方法 | 第19-28页 |
2.1 主要试剂和仪器 | 第19-20页 |
2.1.1 主要试剂 | 第19-20页 |
2.1.2 主要仪器 | 第20页 |
2.2 研究对象和分组 | 第20-21页 |
2.3 实验方法 | 第21-28页 |
2.3.1 原位分子杂交实验(ISH) | 第21页 |
2.3.2 免疫组织化学(IHC) | 第21-22页 |
2.3.3 细胞培养 | 第22-23页 |
2.3.4 细胞传代 | 第23页 |
2.3.5 细胞复苏 | 第23页 |
2.3.6 细胞冻存 | 第23-24页 |
2.3.7 RealTimePCR引物 | 第24页 |
2.3.8 总RNA提取 | 第24-25页 |
2.3.9 cDNA合成 | 第25页 |
2.3.10 Real Time PCR反应 | 第25-26页 |
2.3.11 Real Time PCR实验结果分析 | 第26页 |
2.3.12 Western Blot | 第26-27页 |
2.3.13 统计学分析 | 第27页 |
2.3.14 靶基因的生物信息学预测 | 第27-28页 |
3 结果 | 第28-33页 |
3.1 脉络膜黑色素瘤肿瘤细胞中MMP-2/MMP-9的mRNA表达水平显著升高 | 第28-29页 |
3.2 脉络膜黑色素瘤肿瘤细胞中MMP-2和MMP-9的蛋白表达水平显著升高 | 第29-30页 |
3.3 MMP-2/MMP-9或能被miR-296-3p调控 | 第30-31页 |
3.4 MMP-2/MMP-9与FOXCUT或是存在相关性 | 第31-33页 |
4 讨论 | 第33-35页 |
5 结论 | 第35-36页 |
参考文献 | 第36-40页 |
第二部分 :miR-296-3p抑制MMP-2/MMP-9表达调控脉络膜黑色素瘤细胞 | 第40-67页 |
1 前言 | 第40-42页 |
2 材料和方法 | 第42-57页 |
2.1 主要试剂和仪器 | 第42-44页 |
2.1.1 主要试剂 | 第42-43页 |
2.1.2 主要仪器 | 第43-44页 |
2.2 研究对象和分组 | 第44页 |
2.3 实验方法 | 第44-57页 |
2.3.1 细胞培养 | 第44页 |
2.3.2 荧光素酶报告基因miR-296-3p靶基因载体构建 | 第44-45页 |
2.3.3 质粒扩增 | 第45-47页 |
2.3.4 双荧光素酶报告基因miR-296-3p靶基因验证实验 | 第47-48页 |
2.3.5 Real Time PCR引物 | 第48-49页 |
2.3.6 miRNA提取 | 第49-50页 |
2.3.7 miRNA反转录 | 第50页 |
2.3.8 Real Time PCR反应 | 第50-51页 |
2.3.9 Real Time PCR实验结果分析 | 第51页 |
2.3.10 Western Blot | 第51-52页 |
2.3.11 CCK-8检测细胞增殖 | 第52-53页 |
2.3.12 划痕实验 | 第53页 |
2.3.13 Transwell实验 | 第53-54页 |
2.3.14 平板克隆实验 | 第54页 |
2.3.15 流式细胞术实验检测细胞周期 | 第54-55页 |
2.3.16 流式细胞术实验检测细胞凋亡 | 第55-56页 |
2.3.17 统计学分析 | 第56-57页 |
3 结果 | 第57-62页 |
3.1 miR-296-3p可以通过结合MMP-2/MMP-9的mRNA调控MMP-2/MMP-9的表达 | 第57-58页 |
3.2 miR-296-3p过表达后能够显著降低C918细胞的增殖水平 | 第58-59页 |
3.3 miR-296-3p过表达后通过控制C918细胞周期诱导细胞凋亡 | 第59-60页 |
3.4 miR-296-3p过表达后能够降低C918细胞迁移及侵袭能力 | 第60-62页 |
4 讨论 | 第62-64页 |
5 结论 | 第64-65页 |
参考文献 | 第65-67页 |
第三部分 :FOXCUT抑制MMP-2/MMP-9表达调控脉络膜黑色素瘤细胞 | 第67-97页 |
1 前言 | 第67-69页 |
2 材料和方法 | 第69-87页 |
2.1 主要试剂和仪器 | 第69-70页 |
2.1.1 主要试剂 | 第69-70页 |
2.1.2 主要仪器 | 第70页 |
2.2 研究对象和分组 | 第70页 |
2.3 实验方法 | 第70-87页 |
2.3.1 细胞培养 | 第70页 |
2.3.2 构建FOXCUT靶基因慢病毒载体 | 第70-73页 |
2.3.3 转染病毒载体至细菌载体 | 第73-74页 |
2.3.4 Real Time PCR实验 | 第74-75页 |
2.3.5 总RNA提取 | 第75页 |
2.3.6 cDNA合成 | 第75-76页 |
2.3.7 Real Time PCR反应 | 第76-77页 |
2.3.8 Real Time PCR实验结果分析 | 第77页 |
2.3.9 Western Blot | 第77-78页 |
2.3.10 RAP实验序列与分组 | 第78页 |
2.3.11 RAP实验 | 第78-81页 |
2.3.12 RAP实验的PCR | 第81-82页 |
2.3.13 RAP实验的琼脂糖凝胶电泳 | 第82页 |
2.3.14 CCK-8实验检测细胞增殖 | 第82-83页 |
2.3.15 平板克隆实验 | 第83页 |
2.3.16 划痕实验 | 第83-84页 |
2.3.17 Transwell实验 | 第84页 |
2.3.18 流式细胞术检测细胞周期 | 第84-85页 |
2.3.19 流式细胞术检测细胞凋亡 | 第85-86页 |
2.3.20 统计学分析 | 第86-87页 |
3 结果 | 第87-91页 |
3.1 FOXCUT可以通过结合MMP-2/MMP-9的mRNA调控MMP-2/MMP-9的表 | 第87-88页 |
3.2 FOXCUT过表达后能够显著降低C918细胞增殖水平 | 第88页 |
3.3 FOXCUT过表达后通过控制C918细胞周期诱导细胞凋亡 | 第88-89页 |
3.4 FOXCUT过表达后能够降低C918细胞迁移及侵袭能力 | 第89-91页 |
4 讨论 | 第91-94页 |
5 结论 | 第94-95页 |
参考文献 | 第95-97页 |
第四部分 :miR-296-3p及FOXCUT联合抑制脉络膜黑色素瘤细胞生长的可行性分析 | 第97-118页 |
1 前言 | 第97-98页 |
2 材料和方法 | 第98-108页 |
2.1 主要试剂和仪器 | 第98-99页 |
2.1.1 主要试剂 | 第98页 |
2.1.2 主要仪器 | 第98-99页 |
2.2 研究对象和分组 | 第99页 |
2.3 实验方法 | 第99-108页 |
2.3.1 细胞培养 | 第99页 |
2.3.2 原位分子杂交实验(ISH) | 第99-100页 |
2.3.3 Real Time PCR引物 | 第100-101页 |
2.3.4 总RNA提取-检测FOXCUT | 第101页 |
2.3.5 cDNA合成-检测FOXCUT | 第101-102页 |
2.3.6 Real Time PCR反应-检测FOXCUT | 第102-103页 |
2.3.7 miRNA提取-检测miR-296-3p | 第103-104页 |
2.3.8 miRNA反转录-检测miR-296-3p | 第104页 |
2.3.9 Real Time PCR反应-检测miR-296-3p | 第104-105页 |
2.3.10 Real Time PCR实验结果分析 | 第105页 |
2.3.11 联合转染miR-296-3p与FOXCUT | 第105-106页 |
2.3.12 CCK-8检测细胞增殖 | 第106页 |
2.3.13 流式细胞术检测细胞凋亡 | 第106-107页 |
2.3.14 统计学分析 | 第107-108页 |
3 结果 | 第108-112页 |
3.1 脉络膜黑色素瘤细胞中miR-296-3p和FOXCUT的表达水平 | 第108页 |
3.2 脉络膜黑色素瘤中miR-296-3p和FOXCUT的空间表达情况 | 第108-110页 |
3.3 miR-296-3p与FOXCUT联合过表达后能够显著降低C918细胞增殖水平. | 第110页 |
3.4 miR-296-3p与FOXCUT联合过表达后能够促进脉络膜黑色素瘤细胞凋亡 | 第110-112页 |
4 讨论 | 第112-114页 |
5 结论 | 第114-115页 |
参考文献 | 第115-118页 |
本研究创新性的自我评价 | 第118-119页 |
综述 | 第119-135页 |
参考文献 | 第128-135页 |
攻读学位期间取得的研究成果 | 第135-136页 |
致谢 | 第136-137页 |
个人简历 | 第137页 |