| 摘要 | 第5-7页 |
| ABSTRACT | 第7-8页 |
| 符号对照表 | 第12-13页 |
| 缩略语对照表 | 第13-18页 |
| 第一章 绪论 | 第18-26页 |
| 1.1 研究背景和意义 | 第18-20页 |
| 1.1.1 分子影像的分类 | 第18-19页 |
| 1.1.2 分子影像的在体成像原理 | 第19-20页 |
| 1.1.3 分子影像的优势 | 第20页 |
| 1.2 发展现状 | 第20-24页 |
| 1.3 本文内容组织 | 第24-26页 |
| 第二章 光学分子影像对DNA折叠结构包裹的阿霉素在抗乳腺癌的药效评估 | 第26-48页 |
| 2.1 引言 | 第26页 |
| 2.2 研究背景 | 第26-30页 |
| 2.2.1 DNA折叠结构的发展以及现状 | 第26-28页 |
| 2.2.2 阿霉素的应用现状 | 第28页 |
| 2.2.3 肿瘤EPR效应 | 第28-30页 |
| 2.3 实验材料与方法 | 第30-34页 |
| 2.3.1 实验材料 | 第30页 |
| 2.3.2 自组装DNA折叠结构以及相关化学表征 | 第30-31页 |
| 2.3.3 利用Qdots655对DNA折叠结构进行标记 | 第31页 |
| 2.3.4 Doxorubicin组装入DNA折叠结构中 | 第31页 |
| 2.3.5 DOX/DO的化学表征以及药物释放 | 第31页 |
| 2.3.6 载药DNA折叠结构处理后的细胞活性检测 | 第31-32页 |
| 2.3.7 小鼠乳腺癌皮下肿瘤以及原位肿瘤建模 | 第32页 |
| 2.3.8 Qdot 655修饰后的不同形状DNA折叠结构在体和离体的分布 | 第32-33页 |
| 2.3.9 肿瘤组织冰冻切片的免疫荧光CD31染色 | 第33页 |
| 2.3.10 DOX/DO和DOX的给药计量 | 第33页 |
| 2.3.11小鼠体重与肿瘤体积的测量 | 第33页 |
| 2.3.12小鼠乳腺癌原位肿瘤在体FMI成像 | 第33页 |
| 2.3.13小鼠主要器官的组织病理HE染色 | 第33-34页 |
| 2.3.14小鼠全血分析和IFN-αELISA分析 | 第34页 |
| 2.3.15数据分析方法 | 第34页 |
| 2.4 实验结果与分析 | 第34-48页 |
| 2.4.1 多种DNA折叠纳米结构的组装和表征 | 第34-35页 |
| 2.4.2 Qdot655修饰后的不同形状DNA折叠结构的在体与离体分布 | 第35-38页 |
| 2.4.3 装载Doxrubicin的三角形DNA折叠结构的化学表征与药物释放 | 第38-40页 |
| 2.4.4 将DOX上载到DNA折叠结构以后的抗肿瘤离体药效评估 | 第40-41页 |
| 2.4.5 将DOX上载到DNA折叠结构以后的抗肿瘤在体药效评估 | 第41-43页 |
| 2.4.6 DOX上载到DNA折叠结构以后的药物安全性评估 | 第43-48页 |
| 第三章 分子影像对恩度在抗肝癌肿瘤新生血管的药效评估 | 第48-62页 |
| 3.1 引言 | 第48-49页 |
| 3.2 研究背景 | 第49-51页 |
| 3.2.1 肿瘤新生血管与肿瘤发生发展 | 第49-50页 |
| 3.2.2 肝癌的发展与诊疗现状 | 第50-51页 |
| 3.3 实验材料与方法 | 第51-54页 |
| 3.3.1 实验材料 | 第51页 |
| 3.3.2 细胞培养 | 第51页 |
| 3.3.3 小鼠建模 | 第51页 |
| 3.3.4 恩度用药剂量 | 第51-52页 |
| 3.3.5 小鼠体重与肿瘤体积的测量 | 第52页 |
| 3.3.6 病理切片与免疫组化分析 | 第52页 |
| 3.3.7 Micro-CT/BLI/FMT系统介绍 | 第52-53页 |
| 3.3.8 小鼠皮下肿瘤计算机断层血管造影 | 第53页 |
| 3.3.9 小鼠皮下肝肿瘤BLI成像 | 第53页 |
| 3.3.10小鼠肝原位肿瘤FMT成像 | 第53-54页 |
| 3.3.11数据分析方法 | 第54页 |
| 3.4 实验结果与分析 | 第54-59页 |
| 3.4.1 CTA检测恩度对肿瘤新生血管的抑制作用 | 第54-55页 |
| 3.4.2 BLI监测恩度抑制皮下肝肿瘤生长 | 第55-57页 |
| 3.4.3 FMT监测恩度抑制肝癌原位肿瘤生长 | 第57-59页 |
| 3.5 本章小结与展望 | 第59-62页 |
| 第四章 光学分子影像对聚乳酸包裹的恩度联合唑来膦酸在抗乳腺癌的药效评估 | 第62-78页 |
| 4.1 引言 | 第62-63页 |
| 4.2 研究背景 | 第63-64页 |
| 4.2.1 PLA纳米颗粒与肿瘤EPR效应 | 第63页 |
| 4.2.2 肿瘤微环境与联合用药 | 第63-64页 |
| 4.3 实验材料与方法 | 第64-67页 |
| 4.3.1 实验材料 | 第64页 |
| 4.3.2 Endostar-loaded PLA nanoparticles (EPNPs)和IRDye800CW-EPNPs的制备 | 第64-65页 |
| 4.3.3 EPNPs的化学表征和体外药物释放 | 第65页 |
| 4.4.4 细胞培养 | 第65页 |
| 4.3.5 细胞活性实验 | 第65-66页 |
| 4.3.6 基因表达分析 | 第66页 |
| 4.3.7 小鼠乳腺原位肿瘤建模 | 第66页 |
| 4.3.8 IRDye 800CW-EPNPs纳米粒子的在体分布实验 | 第66页 |
| 4.3.9 给药剂量 | 第66-67页 |
| 4.3.10小鼠体重与肿瘤体积的测量 | 第67页 |
| 4.3.11小鼠乳腺原位肿瘤在体BLI成像 | 第67页 |
| 4.3.12肿瘤组织免疫组化CD31和CD11b染色 | 第67页 |
| 4.3.13数据分析方法 | 第67页 |
| 4.4 实验结果与分析 | 第67-75页 |
| 4.4.1 EPNPs的化学表征及药物释放 | 第67-68页 |
| 4.4.2 EPNPs，ZA以及联合用药的细胞活性评估 | 第68-69页 |
| 4.4.3 EPNPs对与调控血管新生相关基因表达的影响 | 第69-70页 |
| 4.4.4 IRDye800CW-EPNPs在体药物代谢动力学研究 | 第70-71页 |
| 4.4.5 药物治疗对小鼠体重与肿瘤体积的影响 | 第71-72页 |
| 4.4.6 BLI成像对EPNPs在体抗肿瘤药效的监测 | 第72-74页 |
| 4.4.7 针对不同给药组肿瘤血管与相关巨噬细胞的免疫组化分析 | 第74-75页 |
| 4.5 本章小结与展望 | 第75-78页 |
| 第五章 光学分子影像对GX1肽片段修饰的药物恩度在靶向治疗结直肠癌的药效评估 | 第78-92页 |
| 5.1 引言 | 第78-79页 |
| 5.2 研究背景 | 第79页 |
| 5.2.1 GX1短肽的相关研究 | 第79页 |
| 5.3 实验材料与方法 | 第79-83页 |
| 5.3.1 实验材料 | 第79-80页 |
| 5.3.2 GX1-EPNPs-NIR（GENs）纳米颗粒的制备 | 第80页 |
| 5.3.3 纳米颗粒化学表征，载药率和体外药物释放 | 第80-81页 |
| 5.3.4 细胞培养 | 第81页 |
| 5.3.5 细胞活性实验 | 第81页 |
| 5.3.6 细胞粘附实验 | 第81-82页 |
| 5.3.7 小鼠结直肠癌皮下肿瘤建模 | 第82页 |
| 5.3.8 GENs的在体分布实验 | 第82页 |
| 5.3.9 给药剂量 | 第82页 |
| 5.3.10小鼠体重与肿瘤体积的测量 | 第82-83页 |
| 5.3.11小鼠结直肠癌皮下肿瘤在体BLI成像 | 第83页 |
| 5.3.12肿瘤组织免疫组化CD31染色 | 第83页 |
| 5.3.13数据分析方法 | 第83页 |
| 5.4 实验结果与分析 | 第83-90页 |
| 5.4.1 GENs的化学表征及药物释放 | 第83-85页 |
| 5.4.2 GENs对细胞活性评估 | 第85-86页 |
| 5.4.3 GX1短肽细胞粘附实验 | 第86页 |
| 5.4.4 GENs在体药物代谢动力学研究 | 第86-87页 |
| 5.4.5 药物对小鼠体重与肿瘤体积的影响 | 第87-88页 |
| 5.4.6 BLI成像对GENs在体抗结直肠肿瘤药效的监测 | 第88-90页 |
| 5.4.7 针对不同给药组肿瘤血管CD31免疫组化分析 | 第90页 |
| 5.5 本章小结与展望 | 第90-92页 |
| 第六章 结束语 | 第92-96页 |
| 6.1 全文工作回顾 | 第92-93页 |
| 6.2 未来工作展望 | 第93-96页 |
| 参考文献 | 第96-104页 |
| 致谢 | 第104-106页 |
| 作者简介 | 第106-108页 |
