| 摘要 | 第3-5页 |
| Abstract | 第5-6页 |
| 引言 | 第10-11页 |
| 1 绪论 | 第11-33页 |
| 1.1 选题的来源和研究意义 | 第11-12页 |
| 1.1.1 选题的来源 | 第11页 |
| 1.1.2 研究的意义 | 第11-12页 |
| 1.2 植物抵抗非生物胁迫概述 | 第12-13页 |
| 1.3 植物抵抗缺磷胁迫的机制概述 | 第13-23页 |
| 1.3.1 植物磷营养元素概述 | 第13-15页 |
| 1.3.2 植物适应低磷环境的策略 | 第15-23页 |
| 1.3.2.1 缺磷胁迫影响植物根系形态 | 第16-18页 |
| 1.3.2.2 形成菌根共生体 | 第18页 |
| 1.3.2.3 缺磷胁迫下植物根分泌物的变化 | 第18-21页 |
| 1.3.2.3.1 根部分泌有机酸 | 第19-20页 |
| 1.3.2.3.2 酸性磷酸酶的变化 | 第20-21页 |
| 1.3.2.4 植物适应低磷胁迫的遗传学研究迸展 | 第21-22页 |
| 1.3.2.5 糖酵解途径、三羧酸循环与植物体内磷平衡 | 第22-23页 |
| 1.4 miR399与植物耐低磷胁迫 | 第23-31页 |
| 1.4.1 植物miRNA简介 | 第23-24页 |
| 1.4.2 植物miRNA抗非生物胁迫的作用机制 | 第24-25页 |
| 1.4.3 miR399作为植物磷平衡的信号分子 | 第25-26页 |
| 1.4.4 miR399-PHO2通路调控缺磷胁迫响应 | 第26-28页 |
| 1.4.5 miR399上游调控因子 | 第28页 |
| 1.4.6 miR399-PHO2的下游信号途径 | 第28-30页 |
| 1.4.7 miR399的活性受靶模拟机制调节 | 第30-31页 |
| 1.5 研究的目的、内容和技术路线 | 第31-33页 |
| 1.5.1 研究的目的 | 第31页 |
| 1.5.2 研究的内容 | 第31-32页 |
| 1.5.3 研究的总体技术路线 | 第32-33页 |
| 2 材料与方法 | 第33-53页 |
| 2.1 实验材料 | 第33-38页 |
| 2.1.1 植物材料 | 第33页 |
| 2.1.2 菌株和质粒 | 第33页 |
| 2.1.3 常用试剂 | 第33-34页 |
| 2.1.4 常用抗生素及培养基 | 第34-35页 |
| 2.1.5 常用缓冲液 | 第35-36页 |
| 2.1.6 生理实验所用试剂 | 第36-37页 |
| 2.1.7 引物 | 第37页 |
| 2.1.8 数据库 | 第37页 |
| 2.1.9 生物信息学分析软件 | 第37页 |
| 2.1.10 常用仪器 | 第37-38页 |
| 2.2 实验方法 | 第38-53页 |
| 2.2.1 番茄Sly-miR399A的生物信息学分析 | 第38页 |
| 2.2.2 缺磷胁迫条件下番茄miR399表达模式的分析及各个生理指标的测定 | 第38-39页 |
| 2.2.3 植株总RNA的提取（Trizol试剂法） | 第39页 |
| 2.2.4 Northern Blot检测microRNA | 第39-41页 |
| 2.2.4.1 microRNA杂交 | 第39-40页 |
| 2.2.4.2 压片与显影 | 第40-41页 |
| 2.2.5 cDNA的获取 | 第41-42页 |
| 2.2.5.1 microRNA的cDNA合成 | 第41页 |
| 2.2.5.2 mRNA的cDNA合成 | 第41-42页 |
| 2.2.6 实时荧光定量检测 | 第42页 |
| 2.2.7 Sly-miR399相关表达载体的构建 | 第42-46页 |
| 2.2.8 番茄转基因植株的PCR检测 | 第46-47页 |
| 2.2.9 GUS组织化学染色 | 第47页 |
| 2.2.10 植物总磷含量的测定 | 第47-48页 |
| 2.2.11 叶绿素含量的测定 | 第48-49页 |
| 2.2.12 花青素含量的测定 | 第49-50页 |
| 2.2.13 可溶性蛋白含量的测定 | 第50页 |
| 2.2.14 酸性磷酸酶活性的测定 | 第50-52页 |
| 2.2.15 MDH、PCPE活性的测定 | 第52-53页 |
| 3 结果与分析 | 第53-88页 |
| 3.1 缺磷胁迫影响番茄的生长 | 第53-54页 |
| 3.2 番茄缺磷胁迫下Sly-miR399的表达模式分析 | 第54-62页 |
| 3.2.1 对测序结果的生物信息学分析 | 第55-59页 |
| 3.2.2 番茄Sly-miR399受到缺磷胁迫的诱导 | 第59页 |
| 3.2.3 不同时间的缺磷胁迫下Sly-miR399各成员的表达情况 | 第59-62页 |
| 3.3 Sly-miR399相关转基因番茄植株的构建 | 第62-78页 |
| 3.3.1 promiR399A:GUS、promiR399A:GFP融合表达植株的构建 | 第62-65页 |
| 3.3.1.1 Promoter-Sly-miR399基因片段的克隆 | 第62-63页 |
| 3.3.1.2 promiR399A:GUS、promiR399A:GFP融合表达载体的构建 | 第63-64页 |
| 3.3.1.3 promiR399A:GUS、promiR399A:GFP重组质粒的农杆菌转化 | 第64页 |
| 3.3.1.4 promiR399A:GUS番茄再生植株的分子鉴定 | 第64-65页 |
| 3.3.2 pYLCas9:Sly-miR399基因敲除植株的构建 | 第65-70页 |
| 3.3.2.1 pYLCas9:Sly-miR399基因敲除载体sg RNA表达盒的构建 | 第65-66页 |
| 3.3.2.2 pYLCas9::Sly-miR399基因敲除载体的构建 | 第66-68页 |
| 3.3.2.3 pYLCas9:Sly-miR399基因敲除载体的农杆菌转化 | 第68页 |
| 3.3.2.4 pYLCas9:Sly-miR399番茄再生植株的分子鉴定 | 第68-70页 |
| 3.3.3 35S:amiR399过表达植株的构建 | 第70-73页 |
| 3.3.3.1 35S:amiR399过表达载体的构建 | 第70-73页 |
| 3.3.3.2 35S:amiR399B/C-3P、35S:amiR399A/B/C-5P过表达载体的农杆菌转化 | 第73页 |
| 3.3.4 35S::STTM-Sly-miR399基因沉默植株的构建 | 第73-78页 |
| 3.3.4.1 35S:STTM-Sly-miR399基因沉默载体的构建 | 第74-77页 |
| 3.3.4.2 35S:STTM-Sly-miR399基因沉默载体的农杆菌转化 | 第77-78页 |
| 3.3.5 35S:amiR399及35S:STTM-Sly-miR399番茄再生植株的分子鉴定 | 第78页 |
| 3.4 35S:amiR399A基因过表达番茄植株的表型分析及生理指标的测定 | 第78-88页 |
| 3.4.1 过表达Sly-miR399A对番茄生长发育的影响 | 第79-80页 |
| 3.4.1.1 种子萌发速度的变化 | 第79页 |
| 3.4.1.2 对植株形态的影响 | 第79-80页 |
| 3.4.2 过表达Sly-miR399A对番茄生理的影响 | 第80-88页 |
| 3.4.2.1 根冠比的变化 | 第81页 |
| 3.4.2.2 花青素含量的变化 | 第81-82页 |
| 3.4.2.3 叶绿素含量的变化 | 第82-83页 |
| 3.4.2.4 蛋白质含量的变化 | 第83-84页 |
| 3.4.2.5 酸性磷酸酶活性的变化 | 第84-85页 |
| 3.4.2.6 磷酸烯醇式丙酮酸羧化酶活性的变化 | 第85-86页 |
| 3.4.2.7 苹果酸脱氢酶活性的变化 | 第86-88页 |
| 4 讨论 | 第88-95页 |
| 4.1 番茄Sly-miR399家族 | 第88页 |
| 4.2 番茄Sly-miR399的表达模式 | 第88-90页 |
| 4.3 Sly-miR399相关表达载体 | 第90页 |
| 4.4 Sly-miR399A过表达植株的形态、生理变化 | 第90-95页 |
| 5 结论 | 第95页 |
| 6 创新点和后续展望 | 第95-96页 |
| 6.1 创新点 | 第95页 |
| 6.2 后续工作展望 | 第95-96页 |
| 参考文献 | 第96-107页 |
| 附录 | 第107-109页 |
| 致谢 | 第109页 |
