摘要 | 第4-6页 |
Abstract | 第6-8页 |
主要缩略词中英文索引 | 第13-14页 |
第1章 绪论 | 第14-20页 |
1.1 选题背景 | 第14-15页 |
1.2 国内外研究现状 | 第15-17页 |
1.3 研究目标、内容及拟解决的关键技术问题 | 第17-20页 |
1.3.1 研究目标 | 第17-18页 |
1.3.2 研究内容 | 第18页 |
1.3.3 研究方法和可行性分析 | 第18-19页 |
1.3.4 拟解决的关键问题和创新点 | 第19-20页 |
1.3.4.1 拟解决的关键问题 | 第19页 |
1.3.4.2 创新点 | 第19-20页 |
第2章 实验材料与研究方法 | 第20-34页 |
2.1 实验材料与仪器 | 第20-23页 |
2.1.1 实验所用动物、细胞和试剂 | 第20-21页 |
2.1.2 主要仪器设备 | 第21-23页 |
2.2 实验方法 | 第23-34页 |
2.2.1 动物模型的构建及实验分组 | 第23-24页 |
2.2.1.1 动物饲养 | 第23-24页 |
2.2.1.2 动物组织取材 | 第24页 |
2.2.2 血浆血脂水平检测 | 第24页 |
2.2.3 小鼠主动脉窦组织冰冻切片制作 | 第24页 |
2.2.4 苏木素-伊红(HE)染色 | 第24页 |
2.2.5 油红O染色 | 第24-25页 |
2.2.6 细胞培养 | 第25页 |
2.2.6.1 细胞复苏 | 第25页 |
2.2.6.2 细胞传代 | 第25页 |
2.2.6.3 细胞的冻存 | 第25页 |
2.2.7 质粒提取 | 第25-27页 |
2.2.7.1 大肠杆菌感受态细胞的制备 | 第26页 |
2.2.7.2 质粒转化 | 第26页 |
2.2.7.3 质粒提取 | 第26-27页 |
2.2.8 质粒转染 | 第27页 |
2.2.9 蛋白质免疫印迹 | 第27-29页 |
2.2.9.1 蛋白质提取 | 第27-28页 |
2.2.9.2 BCA法测定样品蛋白的含量 | 第28-29页 |
2.2.9.3 聚丙烯酰胺凝胶(SDS-PAGE)电泳 | 第29页 |
2.2.9.4 转膜 | 第29页 |
2.2.9.5 封闭和抗体杂交 | 第29页 |
2.2.10 免疫荧光染色 | 第29-30页 |
2.2.11 亚硫酸氢盐修饰后测序法(BSP) | 第30-32页 |
2.2.11.1 提取基因组DNA | 第30页 |
2.2.11.2 基因组DNA亚硫酸氢钠修饰 | 第30-31页 |
2.2.11.3 PCR扩增以及产物的凝胶回收 | 第31-32页 |
2.2.11.3.1 PCR扩增 | 第31-32页 |
2.2.11.3.2 PCR产物的琼脂糖凝胶电泳及回收 | 第32页 |
2.2.12 统计学方法 | 第32-34页 |
第3章 实验结果 | 第34-48页 |
3.1 APOE~(-/-)小鼠动脉粥样硬化斑块中TET2表达下调 | 第34-36页 |
3.2 LV-TET2上调APOE~(-/-)小鼠主动脉TET2蛋白表达 | 第36-37页 |
3.3 LV-TET2对APOE~(-/-)小鼠体重以及血脂水平的影响 | 第37-38页 |
3.4 LV-TET2抑制APOE~(-/-)小鼠动脉粥样硬化病变 | 第38-39页 |
3.5 LV-TET2抑制APOE~(-/-)小鼠主动脉窦AS病变 | 第39-40页 |
3.6 LV-TET2上调APOE~(-/-)小鼠主动脉窦AS病变处自噬 | 第40-41页 |
3.7 TET2干预对OX-LDL处理的HUVECS TET2蛋白表达的影响 | 第41-43页 |
3.8 TET2 干预对 ox-LDL 处理 HUVECs 自噬的影响 | 第43页 |
3.9 TET2 干预对 HUVECs 自噬流的影响 | 第43-44页 |
3.10 TET2抑制内皮细胞BECLIN1基因甲基化 | 第44-48页 |
第4章 讨论 | 第48-52页 |
第5章 结论与展望 | 第52-54页 |
5.1 结论 | 第52页 |
5.2 不足与展望 | 第52-54页 |
参考文献 | 第54-60页 |
文献综述 TET2在动脉粥样硬化中的作用研究进展 | 第60-74页 |
参考文献 | 第68-74页 |
作者攻读硕士学位期间的科研成果 | 第74-76页 |
致谢 | 第76-77页 |
基金资助 | 第77页 |