摘要 | 第4-7页 |
Abstract | 第7-10页 |
1 引言 | 第14-15页 |
2 材料 | 第15-21页 |
2.1 组织来源 | 第15页 |
2.2 细胞系来源 | 第15页 |
2.3 质粒 | 第15-17页 |
2.4. MTA1 3'UTR野生型与突变型基因扩增引物 | 第17页 |
2.5 试剂与仪器 | 第17-19页 |
2.5.1 试剂 | 第17-18页 |
2.5.2 仪器 | 第18-19页 |
2.6 常用试剂的配制 | 第19-21页 |
2.6.1 PBS缓冲液 | 第19页 |
2.6.2 胰蛋白酶消化液 | 第19-20页 |
2.6.3 电泳缓冲液(1×)的配制 | 第20页 |
2.6.4 转膜缓冲液(10×)的配制 | 第20页 |
2.6.5 TBS(10×)的配制 | 第20页 |
2.6.6 TBST(1×)的配制 | 第20页 |
2.6.7 封闭液的配制 | 第20页 |
2.6.8 1.5M Tris-Hcl(pH=8.8)与1M Tris-Hcl(pH=6.8)的配制 | 第20页 |
2.6.9 miR-183mimic与NC的稀释 | 第20-21页 |
3 实验方法 | 第21-34页 |
3.1 实时荧光定量PCR检测标本中miR-183的表达 | 第21-23页 |
3.1.1 总RNA的提取 | 第21页 |
3.1.2 反转录合成cDNA | 第21-22页 |
3.1.3 qPCR检测miR-183表达 | 第22-23页 |
3.2 标本中MTA1的表达检测 | 第23-26页 |
3.2.1 标本中MTA1 mRNA的表达检测 | 第23-24页 |
3.2.2 MTA1蛋白表达的检测 | 第24-26页 |
3.3 细胞中miR-183和MTA1 mRNA的表达 | 第26-27页 |
3.3.1 骨肉瘤细胞系MG63及正常人成骨细胞株hFOB1.19的培养 | 第26页 |
3.3.2 细胞中miR-183和MTA1 mRNA的表达 | 第26页 |
3.3.3 细胞转染 | 第26-27页 |
3.3.4 转染效率检测 | 第27页 |
3.4 细胞增殖 | 第27页 |
3.5 细胞侵袭 | 第27-28页 |
3.6 细胞迁移 | 第28页 |
3.7 细胞凋亡 | 第28-29页 |
3.7.1 双荧光流式细胞术检测细胞凋亡 | 第28页 |
3.7.2 TUNEL法检测细胞凋亡 | 第28-29页 |
3.8 Western blot检测MTA1蛋白的表达 | 第29页 |
3.9 靶基因预测 | 第29页 |
3.10 双荧光素酶报告 | 第29-33页 |
3.10.1 MTA1野生型及突变型pmirGlO载体构建 | 第29-33页 |
3.10.2 双荧光素酶报告检测 | 第33页 |
3.11 统计学分析 | 第33-34页 |
4 实验结果 | 第34-46页 |
4.1 骨肉瘤组织中miR-183及MTA1的表达 | 第34-35页 |
4.2 正常成骨细胞与骨肉瘤细胞中miR-183和MTA1 mRNA的表达 | 第35页 |
4.3 骨肉瘤细胞系MG63转染效果检测 | 第35-36页 |
4.4 CCK-8检测miR-183对骨肉瘤细胞MG63增殖的影响 | 第36-37页 |
4.5 Transwell实验检测骨肉瘤细胞MG63侵袭情况 | 第37-38页 |
4.6 划痕实验检测骨肉瘤细胞MG63迁移情况 | 第38页 |
4.7 双荧光标记流式细胞术检测骨肉瘤MG63细胞凋亡的结果 | 第38-40页 |
4.8 Tunel检测转染后对骨肉瘤MG63细胞凋亡的影响 | 第40-41页 |
4.9 靶向MTA1基因的microRNA的预测 | 第41页 |
4.10 Western blot验证miR-183与MTA1的靶向作用 | 第41-42页 |
4.11 双荧光素酶报告实验验证miR-183与MTA1靶向作用 | 第42-46页 |
4.11.1 Pmir-Glo-MTA1重组报告基因载体的构建 | 第42-45页 |
4.11.2 双荧光素酶报告实验结果 | 第45-46页 |
5 讨论 | 第46-48页 |
6 结论 | 第48-49页 |
参考文献 | 第49-52页 |
综述 | 第52-73页 |
参考文献 | 第65-73页 |
中英文缩略词表 | 第73-74页 |
个人简历 | 第74-75页 |
致谢 | 第75页 |