| 摘要 | 第1-8页 |
| Abstract | 第8-15页 |
| 中英文对照表 | 第15-17页 |
| 前言 | 第17-21页 |
| 第一章 载4-HPR脂质体及载4-HPR脂质微泡的制备与表征 | 第21-40页 |
| 第一节 载4-HPR脂质体药物含量及包封率检测方法的建立 | 第21-27页 |
| ·实验仪器与材料 | 第21页 |
| ·实验仪器 | 第21页 |
| ·实验材料 | 第21页 |
| ·实验方法 | 第21-23页 |
| ·4-HPR含量测定色谱条件 | 第21-22页 |
| ·4-HPR含量测定标准曲线的绘制 | 第22页 |
| ·精密度实验 | 第22页 |
| ·专属性实验 | 第22-23页 |
| ·载4-HPR脂质体包封率检测方法的建立 | 第23页 |
| ·实验结果与讨论 | 第23-26页 |
| ·4-HPR含量测定标准曲线 | 第23-24页 |
| ·精密度实验 | 第24页 |
| ·专属性实验 | 第24-25页 |
| ·4-HPR脂质体包封率检测方法的建立 | 第25-26页 |
| ·小结 | 第26-27页 |
| 第二节 4-HPR脂质体制备工艺及处方优化 | 第27-34页 |
| ·实验仪器与材料 | 第27页 |
| ·实验仪器 | 第27页 |
| ·实验材料 | 第27页 |
| ·实验方法 | 第27-29页 |
| ·载4-HPR脂质体的制备 | 第27-28页 |
| ·单因素考察优化处方工艺 | 第28-29页 |
| ·处方的正交实验 | 第29页 |
| ·工艺重现性考察 | 第29页 |
| ·实验结果与讨论 | 第29-33页 |
| ·处方的单因素考察 | 第30-31页 |
| ·处方的正交优化设计实验结果 | 第31-33页 |
| ·工艺重现性 | 第33页 |
| ·小结 | 第33-34页 |
| 第三节 载4-HPR脂质体微泡的制备及表征 | 第34-40页 |
| ·实验仪器与材料 | 第34页 |
| ·实验仪器 | 第34页 |
| ·实验材料 | 第34页 |
| ·实验方法 | 第34-35页 |
| ·载4-HPR脂质体微泡的制备 | 第34页 |
| ·载4-HPR脂质体微泡的表征 | 第34-35页 |
| ·实验结果与讨论 | 第35-39页 |
| ·载4-HPR脂质体微泡的表征 | 第35-39页 |
| ·小结 | 第39-40页 |
| 第二章 4-HPR在不同载体下对HKFs增殖和凋亡的影响 | 第40-54页 |
| ·实验仪器与实验材料 | 第40-41页 |
| ·实验仪器 | 第40页 |
| ·实验材料 | 第40-41页 |
| ·实验方法 | 第41-45页 |
| ·收集正常皮肤和瘢痕疙瘩组织 | 第41-42页 |
| ·人瘢痕疙瘩成纤维细胞的分离和培养 | 第42-43页 |
| ·药物配制 | 第43页 |
| ·超声方法 | 第43页 |
| ·MTT法检测细胞增殖 | 第43-44页 |
| ·流式细胞术检测细胞凋亡 | 第44页 |
| ·细胞凋亡的形态学观察 | 第44页 |
| ·统计学方法 | 第44-45页 |
| ·实验结果与讨论 | 第45-51页 |
| ·瘢痕疙瘩成纤维细胞的形态 | 第45-46页 |
| ·4-HPR在不同载体下对HKFs增殖的影响 | 第46-49页 |
| ·4-HPR在不同载体下对HKFs凋亡的影响 | 第49-51页 |
| ·讨论 | 第51-54页 |
| 第三章 超声联合4-HPR微泡对HKFs中COL1A1表达的影响 | 第54-69页 |
| ·实验仪器与材料 | 第54-56页 |
| ·实验仪器 | 第54-55页 |
| ·实验材料 | 第55-56页 |
| ·实验方法 | 第56-63页 |
| ·人瘢痕疙瘩成纤维细胞的分离和培养 | 第56页 |
| ·药物处理 | 第56页 |
| ·RT-PCR检测COL1A1 mRNA的表达水平 | 第56-61页 |
| ·Western Blot检测COL1A1蛋白的表达水平 | 第61-63页 |
| ·统计学方法 | 第63页 |
| ·实验结果与讨论 | 第63-66页 |
| ·超声联合4-HPR微泡载体对HKFs中Ⅰ型胶原α1 mRNA表达的影响 | 第63-66页 |
| ·超声联合4-HPR微泡载体对HKFs中Ⅰ型胶原α1蛋白表达的影响 | 第66页 |
| ·讨论 | 第66-69页 |
| 第四章 超声联合4-HPR微泡对NF-κB信号通路的影响 | 第69-88页 |
| 第一节 NF-κB信号通路相关分子在瘢痕疙瘩组织中的表达情况 | 第69-80页 |
| ·实验仪器与材料 | 第69-70页 |
| ·实验仪器 | 第69页 |
| ·实验材料 | 第69-70页 |
| ·实验方法 | 第70-74页 |
| ·免疫组织化学检测NF-κB p65的表达 | 第70-73页 |
| ·RT-PCR检测IκBα mRNA的表达水平 | 第73页 |
| ·NF-κB p65试剂盒检测NF-κB p65 DNA结合活性 | 第73-74页 |
| ·Western Blot检测Cyclin D1蛋白的表达水平 | 第74页 |
| ·实验结果 | 第74-77页 |
| ·NF-κB p65蛋白在瘢痕疙瘩组织中表达上调 | 第74-75页 |
| ·IκBα在瘢痕疙瘩组织中表达下调 | 第75-76页 |
| ·瘢痕疙瘩组织中NF-κB p65 DNA的结合活性增强 | 第76-77页 |
| ·瘢痕疙瘩组织中Cyclin D1蛋白的表达水平升高 | 第77页 |
| ·讨论 | 第77-80页 |
| 第二节 超声联合4-HPR微泡对NF-κB信号通路相关分子表达的影响 | 第80-88页 |
| ·实验仪器与材料 | 第80-81页 |
| ·实验仪器 | 第80页 |
| ·实验材料 | 第80-81页 |
| ·实验方法 | 第81-82页 |
| ·RT-PCR检测IκBα mRNA的表达水平 | 第81-82页 |
| ·NF-κB p65试剂盒检测NF-κB p65 DNA结合活性 | 第82页 |
| ·Western Blot检测Cyclin D1蛋白的表达水平 | 第82页 |
| ·实验结果 | 第82-85页 |
| ·超声联合4-HPR微泡促进HKFs中IκBα mRNA的表达 | 第82-83页 |
| ·超声联合4-HPR微泡抑制成纤维细胞中NF-κB p65 DNA的结合活性 | 第83-84页 |
| ·超声联合4-HPR微泡抑制成纤维细胞中Cyclin D1蛋白的表达 | 第84-85页 |
| ·讨论 | 第85-88页 |
| 第五章 瘢痕疙瘩成纤维细胞裸鼠模型的建立及观察 | 第88-100页 |
| ·实验仪器与材料 | 第88-90页 |
| ·实验仪器 | 第88页 |
| ·实验材料 | 第88-90页 |
| ·实验方法 | 第90-91页 |
| ·细胞培养 | 第90页 |
| ·细胞处理 | 第90页 |
| ·动物分组 | 第90-91页 |
| ·瘤块移植 | 第91页 |
| ·病理检查 | 第91页 |
| ·统计学方法 | 第91页 |
| ·实验结果 | 第91-96页 |
| ·瘢痕疙瘩成纤维细胞接种成瘤情况 | 第91-93页 |
| ·瘤块移植成瘤情况 | 第93-94页 |
| ·组织病理学检查及血管CD34免疫组化 | 第94-96页 |
| ·讨论 | 第96-100页 |
| 参考文献 | 第100-108页 |
| 结论 | 第108-109页 |
| 综述 | 第109-133页 |
| 参考文献 | 第123-133页 |
| 致谢 | 第133-135页 |
| 附录A：攻读学位期间发表的论文 | 第135-136页 |
| 附录B：攻读学位期间获得奖项 | 第136页 |
