| 中文摘要 | 第4-7页 |
| abstract | 第7-8页 |
| 前言 | 第12-16页 |
| 参考文献 | 第15-16页 |
| 第一部分 食管癌组织及常见食管癌细胞系miR-125b的表达水平分析 | 第16-29页 |
| 1.1 实验材料 | 第16-17页 |
| 1.1.1 细胞系及组织标本 | 第16页 |
| 1.1.2 主要试剂及试剂盒 | 第16-17页 |
| 1.2 实验方法 | 第17-19页 |
| 1.2.1 细胞培养 | 第17页 |
| 1.2.2 细胞总RNA的提取 | 第17-18页 |
| 1.2.3 组织总RNA的提取 | 第18页 |
| 1.2.4 RNA反转录成cDNA | 第18-19页 |
| 1.2.5 实时荧光定量PCR | 第19页 |
| 1.3 结果 | 第19-24页 |
| 1.3.1 食管癌细胞系中miR-125b的表达水平 | 第19-20页 |
| 1.3.2 食管癌及癌旁组织中miR-125b的表达水平 | 第20-24页 |
| 1.4 讨论 | 第24-26页 |
| 1.5 小结 | 第26页 |
| 参考文献 | 第26-29页 |
| 第二部分 过表达miR-125b对食管癌细胞生物学特性的影响 | 第29-52页 |
| 2.1 实验材料 | 第29-33页 |
| 2.1.1 实验细胞 | 第29页 |
| 2.1.2 主要试剂 | 第29-30页 |
| 2.1.3 仪器设备 | 第30-31页 |
| 2.1.4 实验试剂的配置 | 第31-33页 |
| 2.2 实验方法 | 第33-42页 |
| 2.2.1 细胞培养相关实验 | 第33-35页 |
| 2.2.2 慢病毒过表达载体感染ECa-9706、Ec-109 细胞 | 第35-36页 |
| 2.2.3 实验分组 | 第36页 |
| 2.2.4 使用RT-PCR方法检测各组细胞中miRNA-125b的表达 | 第36-39页 |
| 2.2.5 生物功能学检测 | 第39-41页 |
| 2.2.6 通过体内实验检测miR-125b过表达对食管癌细胞增殖的影响 | 第41-42页 |
| 2.2.7 统计学处理 | 第42页 |
| 2.3 结果 | 第42-49页 |
| 2.3.1 镜下观察各组细胞的形态 | 第42-43页 |
| 2.3.2 PCR 方法检测实验各组细胞中的 mi RNA-125b 的表达差异 | 第43-44页 |
| 2.3.3 细胞细胞生物功能学检测结果 | 第44-49页 |
| 2.4 讨论 | 第49-50页 |
| 2.5 小结 | 第50页 |
| 参考文献 | 第50-52页 |
| 第三部分 食管癌miR-125b的甲基化改变及其表达调控 | 第52-75页 |
| 3.1 实验材料 | 第53-55页 |
| 3.1.1 使用组织标本 | 第53页 |
| 3.1.2 食管癌细胞株 | 第53页 |
| 3.1.3 主要试剂+主要仪器 | 第53-55页 |
| 3.1.4 溶液制备 | 第55页 |
| 3.2 实验方法 | 第55-64页 |
| 3.2.1 检测食管癌组织中 mi R-125b 基因甲基化 | 第55-60页 |
| 3.2.2 细胞培养与药物干预 | 第60-61页 |
| 3.2.3 食管癌细胞基因组miR-125b基因的甲基化检测 | 第61-62页 |
| 3.2.4 食管癌细胞系miR-125b基因的m RNA表达检测 | 第62-63页 |
| 3.2.5 统计分析 | 第63-64页 |
| 3.3 结果 | 第64-66页 |
| 3.3.1 食管组织中miR-125b的甲基化状态 | 第64-65页 |
| 3.3.2 miR-125b基因在食管癌细胞株中的甲基化状态 | 第65-66页 |
| 3.3.3 miR-125b在食管癌细胞株中的表达状态 | 第66页 |
| 3.4 讨论 | 第66-69页 |
| 3.5 小结 | 第69页 |
| 参考文献 | 第69-75页 |
| 结论 | 第75-76页 |
| 综述一 | 第76-86页 |
| 参考文献 | 第80-86页 |
| 综述二 | 第86-100页 |
| 参考文献 | 第94-100页 |
| 攻读博士期间发表的论文 | 第100-101页 |
| 英文缩写词表 | 第101-102页 |
| 致谢 | 第102-103页 |
