| 中文摘要 | 第5-8页 |
| 英文摘要 | 第8-11页 |
| 英中文对照及部分缩略词 | 第16-19页 |
| 前言 | 第19-22页 |
| 文献综述 | 第22-52页 |
| 1. 椎间盘髓核的胚层起源与进化演变 | 第22-31页 |
| 1.1 脊索样髓核细胞的胚胎起源和功能 | 第22页 |
| 1.2 脊索结构的进化演变 | 第22-24页 |
| 1.3 脊索空泡化的信号基础 | 第24-28页 |
| 1.3.1 脊索在神经胚晚期空泡化 | 第24页 |
| 1.3.2 脊索空泡由内体的后高尔基体转运信号产生 | 第24-25页 |
| 1.3.3 脊索空泡化依赖脊索鞘的形成 | 第25-27页 |
| 1.3.4 聚敛式延伸运动潜在影响脊索空泡化 | 第27-28页 |
| 1.4 脊索空泡的力学支持功能 | 第28-29页 |
| 1.5 脊索空泡的信号调控功能 | 第29-30页 |
| 1.6 脊索样髓核细胞的胞浆空泡消耗 | 第30-31页 |
| 2. 椎间盘的微环境特征以及环境与细胞的作用关系 | 第31-36页 |
| 2.1 力学负荷 | 第31-32页 |
| 2.2 低氧 | 第32-33页 |
| 2.3 营养匮乏 | 第33-34页 |
| 2.4 偏酸性 | 第34-35页 |
| 2.5 高渗透压 | 第35-36页 |
| 3. HIF-1α在椎间盘髓核细胞内的表达特征与低氧应答调控 | 第36-44页 |
| 3.1 低氧应答与低氧诱导因子 | 第36-39页 |
| 3.1.1 HIFs的分子结构 | 第36-37页 |
| 3.1.2 HIF-1α经典的羟基化修饰调控 | 第37-38页 |
| 3.1.3 HIF-1α调控的其它环节和方式 | 第38-39页 |
| 3.2 椎间盘髓核细胞对HIF-1α的表达与调控特征 | 第39-44页 |
| 3.2.1 髓核细胞与纤维环细胞差异性表达HIF-1α | 第39页 |
| 3.2.2 髓核细胞组成性表达并激活的HIF1α的生物学意义 | 第39-41页 |
| 3.2.3 羟基化修饰对髓核细胞HIF-1α的调控作用有限 | 第41-44页 |
| 4. SUMO化修饰机制及其对HIF-1α的调控原理 | 第44-52页 |
| 4.1 SUMO化修饰机制 | 第44-48页 |
| 4.1.1 SUMO化修饰的一般过程 | 第44页 |
| 4.1.2 SUMO化修饰的底物选择以及与泛素化区别 | 第44-45页 |
| 4.1.3 SUMO化E3连接酶对SUMO化修饰的影响 | 第45-46页 |
| 4.1.4 SUMO化蛋白酶对SUMO化修饰的影响 | 第46页 |
| 4.1.5 SUMO结合蛋白和SIMs对SUMO化修饰的影响 | 第46-47页 |
| 4.1.6 蛋白SUMO化修饰举例 | 第47-48页 |
| 4.2 SUMO化修饰与低氧应答信号 | 第48-52页 |
| 4.2.1 低氧相关信号的SUMO化修饰调控 | 第48-50页 |
| 4.2.2 低氧对SUMO化修饰信号分子的影响 | 第50-52页 |
| 第一部分 椎间盘形成、发育、退变整个自然史的组织学与影像学演变 | 第52-75页 |
| 1. 材料与方法 | 第53-58页 |
| 1.1 实验材料 | 第53-54页 |
| 1.1.1 实验用动物 | 第53页 |
| 1.1.2 主要试剂 | 第53页 |
| 1.1.3 主要试剂配制 | 第53-54页 |
| 1.1.4 主要仪器 | 第54页 |
| 1.2 实验方法 | 第54-58页 |
| 1.2.1 动物伦理和操作规范 | 第54页 |
| 1.2.2 胚胎大鼠获取方法 | 第54-55页 |
| 1.2.3 不同年龄段出生后大鼠获取方法 | 第55页 |
| 1.2.4 脊柱及椎间盘标本获取和切片制备 | 第55页 |
| 1.2.5 组织细胞化学染色 | 第55-56页 |
| 1.2.6 免疫组织化学染色 | 第56-57页 |
| 1.2.7 影像学检查 | 第57-58页 |
| 2. 统计分析 | 第58-59页 |
| 2.1 数据的获取和量化 | 第58-59页 |
| 2.2 统计分析 | 第59页 |
| 3. 实验结果 | 第59-71页 |
| 3.1 椎间盘髓核、纤维环及软骨终板具有不同的胚胎起源 | 第59-61页 |
| 3.2 内层纤维环与软骨终板具有相似的组织细胞学成分 | 第61-62页 |
| 3.3 内层纤维环与软骨终板具有相似的生长动力学 | 第62页 |
| 3.4 大鼠成熟及自然衰老过程中髓核细胞逐渐去空泡化 | 第62-65页 |
| 3.5 大鼠成熟及自然衰老过程中软骨终板中的软骨层逐渐丢失 | 第65-66页 |
| 3.6 大鼠成熟及自然衰老过程中纤维环的外侧纤维层逐渐变窄 | 第66页 |
| 3.7 椎间盘生长、成熟以及自然退变的影像学改变 | 第66-71页 |
| 4. 讨论 | 第71-73页 |
| 5. 结论 | 第73-75页 |
| 第二部分 椎间盘细胞SUMO化修饰信号的低氧调控及其对HIF-1α稳定性和低氧耐受能力的影响 | 第75-103页 |
| 1. 材料与方法 | 第76-91页 |
| 1.1 实验材料 | 第76-79页 |
| 1.1.1 实验用动物 | 第76页 |
| 1.1.2 主要试剂 | 第76-78页 |
| 1.1.3 主要试剂配制 | 第78-79页 |
| 1.1.4 主要仪器 | 第79页 |
| 1.2 实验方法 | 第79-91页 |
| 1.2.1 动物伦理和操作规范 | 第79-80页 |
| 1.2.2 椎间盘细胞的分离与培养 | 第80页 |
| 1.2.3 细胞免疫荧光染色 | 第80-81页 |
| 1.2.4 大鼠脊柱及椎间盘标本获取和切片制备 | 第81页 |
| 1.2.5 免疫组织化学染色 | 第81-82页 |
| 1.2.6 椎间盘细胞低氧处理 | 第82-83页 |
| 1.2.7 CCK-8细胞增殖活性检测 | 第83页 |
| 1.2.8 细胞周期分布与细胞凋亡率流式细胞仪检测 | 第83-84页 |
| 1.2.9 细胞老化SA-β-gal染色 | 第84页 |
| 1.2.10 SUMO化修饰信号分子mRNA表达检测 | 第84-86页 |
| 1.2.11 SUMO化修饰信号分子蛋白表达的检测 | 第86-88页 |
| 1.2.12 siRNA技术特异性干扰下调SENP1表达 | 第88-90页 |
| 1.2.13 SENP1下调对髓核细胞低氧环境下HIF-1α表达的影响 | 第90页 |
| 1.2.14 SENP1下调对髓核细胞低氧环境下HIF-1α下游靶点表达的影响 | 第90-91页 |
| 1.2.15 SENP1下调对髓核细胞低氧环境下细胞活性的影响 | 第91页 |
| 2. 统计分析 | 第91页 |
| 3. 实验结果 | 第91-100页 |
| 3.1 平面培养体系内成功培养大鼠原代髓核细胞与纤维环细胞 | 第91-92页 |
| 3.2 椎间盘细胞内表达SUMO化修饰关键信号分子 | 第92-94页 |
| 3.3 低氧调控髓核细胞及纤维环细胞SUMO分子表达 | 第94-95页 |
| 3.4 低氧调控髓核细胞及纤维环细胞中SUMO修饰关键酶表达 | 第95页 |
| 3.5 髓核细胞与纤维环细胞具有类似的低氧耐受能力 | 第95页 |
| 3.6 SENP1参与髓核细胞HIF-1α稳定性调控 | 第95-100页 |
| 4. 讨论 | 第100-102页 |
| 5. 结论 | 第102-103页 |
| 研究的不足与展望 | 第103-104页 |
| 参考文献 | 第104-136页 |
| 博士生简介 | 第136-139页 |
| 致谢 | 第139页 |
