| 摘要 | 第3-6页 |
| ABSTRACT | 第6-9页 |
| 第一章 文献综述 | 第14-27页 |
| 1.1 生物标记物(Biomarkers)与金属硫蛋白(Metallothioneins,MTs) | 第14页 |
| 1.2 生物分子标记与贝类 | 第14-15页 |
| 1.3 贝类金属硫蛋白 | 第15-18页 |
| 1.4 金属硫蛋白的正负调控机制 | 第18-20页 |
| 1.5 金属应答原件(MetalResponseElements,MREs)和金属应答转录因子(MetalResponsivetranscriptionfactor-1,MTF-1) | 第20-23页 |
| 1.6 哺乳动物MTF-1的表达调控机制 | 第23-25页 |
| 1.7 本研究的主要内容和意义 | 第25-27页 |
| 1.7.1 本研究的主要内容 | 第25页 |
| 1.7.2 本研究的意义 | 第25-27页 |
| 第二章 池蝶蚌重金属蓄积量及镉胁迫下Cd蓄积量及金属硫蛋白水平 | 第27-43页 |
| 2.1 实验材料与设备 | 第27页 |
| 2.1.1 实验材料 | 第27页 |
| 2.1.2 实验试剂及设备 | 第27页 |
| 2.2 实验方法 | 第27-29页 |
| 2.2.1 Cd胁迫实验 | 第27页 |
| 2.2.2 重金属含量的检测 | 第27-28页 |
| 2.2.3 金属硫蛋白含量的测定 | 第28页 |
| 2.2.4 数据分析方法 | 第28-29页 |
| 2.3 实验结果 | 第29-41页 |
| 2.3.1 池蝶蚌各年龄及各组织中Zn、Cu、Pb和Cd的含量 | 第29-31页 |
| 2.3.2 Cd胁迫下1龄池蝶蚌各组织中Cd的含量 | 第31-34页 |
| 2.3.3 Cd胁迫下1龄池蝶蚌各组织中MT的含量 | 第34-38页 |
| 2.3.4 Cd胁迫下各组织中Cd含量与MT含量的线性关系 | 第38-41页 |
| 2.4 实验讨论 | 第41-43页 |
| 第三章 池蝶蚌金属硫蛋白基因分子特征及表达分析 | 第43-68页 |
| 3.1 实验材料与设备 | 第43-45页 |
| 3.1.1 实验材料 | 第43页 |
| 3.1.2 实验试剂 | 第43-44页 |
| 3.1.3 实验设备 | 第44-45页 |
| 3.2 实验方法 | 第45-58页 |
| 3.2.1 总RNA提取 | 第45页 |
| 3.2.2 SMARTcDNA的合成 | 第45-47页 |
| 3.2.3 引物设计 | 第47-48页 |
| 3.2.4 HsMT基因的克隆 | 第48-49页 |
| 3.2.5 目的片段回收、克隆和测序 | 第49-52页 |
| 3.2.5.1 切胶回收 | 第49-50页 |
| 3.2.5.2 TA克隆 | 第50页 |
| 3.2.5.3 感受态细胞的制备 | 第50-51页 |
| 3.2.5.4 连接产物转化感受态细胞 | 第51页 |
| 3.2.5.5 菌液PCR | 第51-52页 |
| 3.2.6 生物信息学分析 | 第52页 |
| 3.2.7 池蝶蚌HsMT1和HsMT2基因的组织表达谱分析 | 第52-53页 |
| 3.2.7.1 总RNA的提取和cDNA的合成 | 第52页 |
| 3.2.7.2 荧光定量PCR引物设计 | 第52页 |
| 3.2.7.3 池蝶蚌MT基因的组织表达谱分析 | 第52-53页 |
| 3.2.8 Cd诱导池蝶蚌HsMT1和HsMT2的表达分析 | 第53-54页 |
| 3.2.8.1 池蝶蚌的Cd胁迫 | 第53-54页 |
| 3.2.8.2 Cd诱导池蝶蚌HsMT1和HsMT2的表达分析 | 第54页 |
| 3.2.9 含HsMT1和HsMT2基因的大肠杆菌的Cd耐受分析 | 第54-58页 |
| 3.2.9.1 质粒和菌株 | 第54页 |
| 3.2.9.2 重组表达载体的构建 | 第54页 |
| 3.2.9.3 重组质粒的构建 | 第54-56页 |
| 3.2.9.5 重组质粒的抽提 | 第56-57页 |
| 3.2.9.6 转基因大肠杆菌的Cd耐受分析 | 第57-58页 |
| 3.3 实验结果 | 第58-66页 |
| 3.3.1 总RNA的提取及质量 | 第58页 |
| 3.3.2 池蝶蚌HsMT1和HsMT2全长序列的克隆 | 第58-59页 |
| 3.3.3 池蝶蚌HsMT1和HsMT2序列分析 | 第59-61页 |
| 3.3.4 池蝶蚌HsMT1和HsMT2序列比较及系统进化 | 第61-62页 |
| 3.3.5 池蝶蚌HsMT1和HsMT2的组织表达分析 | 第62-63页 |
| 3.3.6 Cd胁迫下HsMT1和HsMT2的表达变化 | 第63-65页 |
| 3.3.7 转HsMT1或HsMT2基因的大肠杆菌的Cd耐受性分析 | 第65-66页 |
| 3.4 实验讨论 | 第66-68页 |
| 第四章 池蝶蚌金属硫蛋白基因启动子克隆及功能分析 | 第68-98页 |
| 4.1 实验材料与设备 | 第68页 |
| 4.1.1 实验材料 | 第68页 |
| 4.1.2 实验试剂 | 第68页 |
| 4.1.3 实验设备 | 第68页 |
| 4.2 实验方法 | 第68-81页 |
| 4.2.1 基因组DNA的提取 | 第68-69页 |
| 4.2.2 引物设计 | 第69-71页 |
| 4.2.3 基因组步移 | 第71-76页 |
| 4.2.4 荧光素酶报告基因载体的构建 | 第76页 |
| 4.2.5 转录因子HsMTF-like的克隆及真核表达载体构建 | 第76-79页 |
| 4.2.5.1 RNA的提取 | 第76页 |
| 4.2.5.2 cDNA的反转录 | 第76页 |
| 4.2.5.3 转录因子HsMTF-like的克隆 | 第76-77页 |
| 4.2.5.4 转录因子HsMTF-like的真核表达载体的构建 | 第77-78页 |
| 4.2.5.5 无内毒素质粒抽提 | 第78-79页 |
| 4.2.6 生物信息学分析 | 第79页 |
| 4.2.7 突变启动子载体的构建 | 第79页 |
| 4.2.8 HepG2细胞培养 | 第79-80页 |
| 4.2.9 双荧光素酶报告基因实验 | 第80-81页 |
| 4.3 实验结果 | 第81-95页 |
| 4.3.1 基因组DNA | 第81页 |
| 4.3.2 HsMT1和HsMT2启动子序列特征 | 第81-86页 |
| 4.3.2.1 HsMT1启动子区克隆 | 第82-83页 |
| 4.3.2.2 HsMT2启动子区克隆 | 第83页 |
| 4.3.2.3 HsMT1启动子区的预测过程 | 第83页 |
| 4.3.2.4 HsMT2启动子区的预测过程 | 第83-84页 |
| 4.3.2.5 HsMT1和HsMT2启动子序列分析 | 第84-85页 |
| 4.3.2.6 HsMT1和HsMT2启动子序列比对 | 第85-86页 |
| 4.3.3 HsMT1和HsMT2启动子活性分析 | 第86-87页 |
| 4.3.4 HsMT1和HsMT2截短启动子活性分析 | 第87-90页 |
| 4.3.5 转录因子HsMTF-like的克隆及序列分析 | 第90-92页 |
| 4.3.6 HsMTF-like调节HsMT1和HsMT2启动子活性 | 第92-95页 |
| 4.4 实验讨论 | 第95-98页 |
| 附件 1 | 第98-105页 |
| 附件 2 | 第105-114页 |
| 致谢 | 第114-115页 |
| 参考文献 | 第115-122页 |
| 攻读学位期间的研究成果 | 第122页 |
