摘要 | 第1-11页 |
Abstract | 第11-14页 |
英文缩写对照表 | 第14-15页 |
前言 | 第15-19页 |
第一部分 培美曲塞诱导神经管畸形小鼠模型的建立 | 第19-31页 |
1 前言 | 第19-20页 |
2 材料 | 第20-21页 |
·实验动物来源及饲养 | 第20页 |
·实验试剂 | 第20页 |
·实验器材 | 第20-21页 |
·溶液配制 | 第21页 |
3. 方法 | 第21-23页 |
·神经管畸形动物模型的建立 | 第21-22页 |
·取材 | 第22页 |
·组织病理检测 | 第22-23页 |
·数据分析 | 第23页 |
4. 结果 | 第23-27页 |
5. 讨论 | 第27-31页 |
第二部分 PMX诱导神经管畸形小鼠胚胎中叶酸及其代谢产物的改变 | 第31-45页 |
1. 前言 | 第31-32页 |
2. 材料 | 第32-33页 |
·实验动物来源及饲养 | 第32页 |
·实验动物分组 | 第32-33页 |
·主要仪器 | 第33页 |
·试剂 | 第33页 |
3. 实验方法 | 第33-38页 |
·高效液相色谱方法检测叶酸(FA)、5甲基四氢叶酸(5-MeTHF),5甲酰四氢叶酸(5-FoTHF) , S腺昔甲硫氨酸(SAM),S腺苷同型半胱氨酸(SAH)的含量 | 第33-34页 |
·ELISA方法检测叶酸的含量 | 第34-35页 |
·DHFR的活性测定 | 第35-37页 |
·叶酸代谢过程关键酶的mRNA表达水平测定 | 第37-38页 |
·统计学分析 | 第38页 |
4. 实验结果 | 第38-42页 |
·高效液相色谱方法检测PMX对叶酸及相关代谢产物水平的影响 | 第38-39页 |
·ELISA方法检测PMX对叶酸水平的影响 | 第39-40页 |
·PMX降低神经管畸形小鼠胚胎的DHFR活性 | 第40-41页 |
·亚甲基四氢叶酸还原酶(MTHFR)和腺苷酸合成酶(TS)的mRNA表达 | 第41-42页 |
5. 讨论 | 第42-45页 |
第三部分 PMX诱导神经管畸形小鼠胚胎基因组拷贝数变异的检测及变异基因的筛选 | 第45-69页 |
1 前言 | 第45-47页 |
2 材料 | 第47页 |
·实验动物来源及饲养 | 第47页 |
·实验仪器 | 第47页 |
·实验试剂 | 第47页 |
3 实验方法 | 第47-54页 |
·实验动物分组 | 第48页 |
·aCGH方法检测小鼠胚胎基因组拷贝数变异 | 第48-50页 |
·全基因组表达谱芯片技术筛选PMX诱导的NTDs小鼠胚胎组织变异基因 | 第50-53页 |
·RT-PCR检验变异基因变化水平 | 第53-54页 |
·统计学分析 | 第54页 |
4 实验结果 | 第54-64页 |
·aCGH方法检测筛选出拷贝数变异 | 第54-55页 |
·全基因组表达芯片RNA质量检测结果 | 第55-56页 |
·数据分析 | 第56-59页 |
·SAM软件分析结果 | 第59-63页 |
·RT-PCR方法验证基因筛选结果 | 第63-64页 |
5 讨论 | 第64-69页 |
第四部分 PMX诱导NTDs动物模型中胚胎干细胞DNA的改变 | 第69-84页 |
1 前言 | 第69-71页 |
2 材料 | 第71-72页 |
·细胞来源及主要试剂 | 第71页 |
·主要仪器 | 第71页 |
·试剂的配制 | 第71-72页 |
3 实验方法 | 第72-77页 |
·小鼠胚胎干细胞培养 | 第72页 |
·小鼠胚胎干细胞ESC的传代及冻存 | 第72页 |
·小鼠胚胎干细胞ESC的给药及处理 | 第72页 |
·DHE荧光探针检测细胞内活性氧(ROS) | 第72-73页 |
·单细胞凝胶电泳实验(彗星实验) | 第73-75页 |
·细胞内GSH和MDA含量的测定 | 第75-77页 |
·统计学分析 | 第77页 |
4 实验结果 | 第77-81页 |
·PMX诱导SV129 ESC细胞中ROS水平明显上调 | 第77-78页 |
·PMX诱导SV129 ESC细胞中DNA损伤明显增加 | 第78-80页 |
·ELISA方法检测PMX增加胚胎干细胞内GSH和MDA的含量 | 第80-81页 |
5 讨论 | 第81-84页 |
全文小结 | 第84-86页 |
结论 | 第86-87页 |
综述 | 第87-96页 |
参考文献 | 第96-108页 |
攻读博士学位期间发表的文章 | 第108-109页 |
致谢 | 第109-110页 |
个人简历 | 第110页 |