摘要 | 第4-6页 |
Abstract | 第6-8页 |
第一章 前言 | 第12-23页 |
1.1 废用性肌肉萎缩的研究现状 | 第13-20页 |
1.1.1 废用性肌肉萎缩的检测方法 | 第13页 |
1.1.2 废用性肌萎缩的动物模型 | 第13-15页 |
1.1.3 废用时骨骼肌形态学及功能的变化 | 第15-16页 |
1.1.4 废用性肌萎缩的相关机制 | 第16-19页 |
1.1.5 废用性肌萎缩的防治 | 第19-20页 |
1.2 冬眠动物对抗废用性肌萎缩的研究进展 | 第20-22页 |
1.2.1 冬眠对冬眠动物代谢率的影响 | 第20-21页 |
1.2.2 冬眠条件下骨骼肌结构形态的变化 | 第21页 |
1.2.3 冬眠条件下骨骼肌蛋白质合成和降解的变化 | 第21页 |
1.2.4 冬眠过程中骨骼肌Ca~(2+)浓度的变化 | 第21-22页 |
1.3 本研究的目的和意义 | 第22-23页 |
第二章 废用对冬眠及非冬眠动物EDL肌纤维Ca~(2+)浓度的影响及川芎嗪的对抗作用 | 第23-35页 |
2.1 前言 | 第23-24页 |
2.2 材料和方法 | 第24-29页 |
2.2.1 实验动物的分组 | 第24-26页 |
2.2.2 川芎嗪的用量及给药 | 第26页 |
2.2.3 大鼠后肢去负荷模型的构建 | 第26页 |
2.2.4 实验动物的取样 | 第26页 |
2.2.5 实验作用主要仪器 | 第26-27页 |
2.2.6 趾长伸肌单根肌纤维胞浆Ca~(2+)浓度的测定 | 第27-29页 |
2.2.7 数据分析与统计 | 第29页 |
2.3 实验结果 | 第29-32页 |
2.3.1 大鼠在不同分组中趾长伸肌肌纤维Ca~(2+)的浓度 | 第29-30页 |
2.3.2 冬眠不同时期黄鼠趾长伸肌肌纤维Ca~(2+)浓度 | 第30-32页 |
2.4 讨论 | 第32-35页 |
2.4.1 后肢去负荷对大鼠EDL肌纤维中Ca~(2+)的浓度的影响 | 第32-33页 |
2.4.2 冬眠对黄鼠EDL肌纤维中Ca~(2+)浓度的影响 | 第33-35页 |
第三章 废用时骨骼肌Bax和Bcl-2 mRNA在大鼠与黄鼠中的变化及川芎嗪对大鼠肌萎缩的对抗作用 | 第35-49页 |
3.1 前言 | 第35-36页 |
3.2 材料与方法 | 第36-42页 |
3.2.1 实验动物与分组 | 第36页 |
3.2.2 实验室条件下建立的废用性肌萎缩模型 | 第36页 |
3.2.3 药品的制备及给药 | 第36页 |
3.2.4 主要仪器和试剂 | 第36-37页 |
3.2.5 总RNA的提取 | 第37-39页 |
3.2.6 实时定量PCR | 第39-42页 |
3.2.7 实时定量PCR的数据统计和分析 | 第42页 |
3.3 结果 | 第42-46页 |
3.3.1 大鼠EDL和SOL中Bax和Bcl-2在基因水平的表达量及各组中的变化 | 第42-44页 |
3.3.2 黄鼠EDL和SOL中Bax和Bcl-2在基因水平的表达量及各组中的变化 | 第44-46页 |
3.4. 讨论 | 第46-49页 |
3.4.1 Bax及Bcl-2在基因水平的相对表达量及其比率在大鼠骨骼肌中的变化 | 第46-47页 |
3.4.2 Bax及Bcl-2在基因水平的相对表达量及其比率在黄鼠骨骼肌中的变化 | 第47-49页 |
第四章 达乌尔黄鼠趾长伸肌和比目鱼肌在冬眠不同时期Bax和Bcl-2蛋白含量的变化 | 第49-60页 |
4.1 前言 | 第49页 |
4.2 实验的材料与方法 | 第49-54页 |
4.2.1 实验动物与分组 | 第49页 |
4.2.2 实验室条件下建立的废用性肌萎缩模型 | 第49页 |
4.2.3 药品的制备及给药 | 第49页 |
4.2.4 实验作用主要仪器 | 第49-52页 |
4.2.5 Western blot实验步骤 | 第52-54页 |
4.2.6 实验数据统计与分析 | 第54页 |
4.3 实验结果 | 第54-57页 |
4.3.1 黄鼠不同时期EDL中Bax与Bcl-2在蛋白质水平的表达变化 | 第54-55页 |
4.3.2 黄鼠不同时期SOL中Bax与Bcl-2在蛋白质水平的表达变化 | 第55-57页 |
4.4 讨论 | 第57-60页 |
结论 | 第60-61页 |
创新点与不足 | 第61-62页 |
参考文献 | 第62-69页 |
附录 | 第69-70页 |
攻读硕士学位期间取得的学术成果 | 第70-71页 |
致谢 | 第71页 |